FORMATION PRATIQUE. Document pratique

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1 FORMATION PRATIQUE En plus de la formation théorique, les personnes qui sont appelées à manipuler les animaux doivent suivre une formation pratique. Lorsque votre examen théorique sera réussi, vous êtes priées de communiquer avec les personnes suivantes pour vous inscrire à la formation pratique. FACULTÉ DES SCIENCES : FACULTÉ DE MÉDECINE ET DES SCIENCES DE LA SANTÉ : Marie- Une version écrite et imagée de la formation pratique vous est proposée en cliquant sur le lien ci-dessous. Cette version se veut être un outil de référence pour les rongeurs. Vous y retrouverez les techniques relatives à chaque espèce qui sont recommandées et respectueuses envers l animal. Document pratique

2 TABLE DES MATIÈRES SOURIS... 1 C ONTENTION DE BASE... 1 S EXAGE... 2 I DENTIFICATION...3 A DMINISTRATION PAR INJECTION... 4 PRÉLÈVEMENTS... 7 LE RAT C ONTENTION DE BASE SEXAGE IDENTIFICATION ADMINISTRATION PAR INJECTION PRÉLÈVEMENTS LAPIN CONTENTION DE BASE SEXAGE IDENTIFICATION ADMINISTRATION PAR INJECTION PRÉLÈVEMENTS COBAYE CONTENTION DE BASE SEXAGE IDENTIFICATION ADMINISTRATION PAR INJECTION PRÉLÈVEMENTS HAMSTER CONTENTION DE BASE SEXAGE IDENTIFICATION ADMINISTRATION PAR INJECTION ANESTHÉSIE DES RONGEURS INHALATION C HIRURGIE DE BASE MATÉRIEL DE CHIRURGIE SOINS OPÉRATOIRES MÉTHODES D EUTHANASIE PRÉLÈVEMENT D ORGANES... 41

3 SOURIS C ONTENTION DE BASE Il est très important de saisir la souris par la base de la queue et non l extrémité de celle-ci. Maintenir une traction sur la queue afin que la souris s agrippe et s immobilise. Avec l autre main, avancer l index et le pouce de chaque côté de la souris en appuyant vers la surface de travail et bien saisir la peau du cou et du dos. 1

4 Vous pouvez saisir la queue et la maintenir avec l auriculaire. S EXAGE Chez la souris mâle immature, la distance ano-génitale est beaucoup plus importante que chez la femelle. Chez le mâle adulte, la présence des testicules est évidente. 2

5 I DENTIFICATION Contentionner la souris et identifier par des perforations, à l aide d un poinçon sur le pavillon de l oreille. Voici la charte des numéros : 3

6 A DMINISTRATION PAR INJECTION Il est préférable de désinfecter le site avant l administration par injection. Sous-cutané : Aiguille : 27G ½ po; Volume maximum : 0,5 ml. Contentionner en soulevant la peau du cou, injecter sous les doigts entre l index et le pouce à l intérieur du repli de la peau. Intra péritonéale : Aiguille : 27 G, ½ po; Volume maximum : 0,5 ml. Insérer au complet l aiguille avec un angle de 45 0 dans les cadrans inférieurs droits et gauches de l abdomen. Éviter les cadrans supérieurs et la ligne médiane au bas de l abdomen où se situe la vessie. 4

7 Intramusculaire : Aiguille : 27 g, ½ po; Volume maximum : 0,05 ml. Tendre la patte de la main libre et bien la maintenir entre deux doigts afin de l immobiliser. Pour plus d assurance, vous pouvez effectuer la technique à deux. Intraveineuse : Aiguille : 30 G, ½ po; Volume maximum : 0,3 ml. Laisser la souris entrer dans un tube falcon 50 ml (perforé aux deux extrémités) ou une boîte de contention. Bien fixer le tube ou la boîte sur la surface de travail et sortir la queue. Deux veines sont visibles de chaque côté de la queue et permettent de faire l injection. N.B. le vaisseau ventral est une artère. 5

8 Gavage : Aiguille : 20 G, 3 po; Volume maximum : 20 ml/kg. Placer la sonde du côté gauche de la bouche de la souris avec un angle de 45 0 et l insérer délicatement en longeant le palais. Redresser la seringue à la verticale en douceur et la descendre sans qu il y ait de résistance. On ne doit jamais forcer. Administrer le volume et retirer doucement la sonde. 6

9 PRÉLÈVEMENTS Saphène : Aiguille : 25 G à 23 G Ce site est privilégié pour les prélèvements répétitifs de petites quantités et ne nécessite pas d anesthésie. Utiliser un tube falcon 50 ml ou une boîte de contention. Étirer la patte arrière et bien la maintenir en pinçant la peau sur le genou pour la maintenir en extension. Raser les poils de la cheville jusqu au genou à l aide d un rasoir électrique ou d une lame de scalpel. La veine doit être apparente et bien gonflée. Vous pouvez activer la circulation en bougeant le pied de façon répétitive. Appliquer un onguent (gelée de pétrole) afin d empêcher la goutte de diffuser sur la peau. Piquer la veine et récolter la goutte à l aide d un capillaire ou d un tube. 7

10 Arrêter le saignement en appuyant à l aide d une gaze. 8

11 Mandibulaire : Aiguille : 18 G ou lancette; Volume maximum : 20 g (poids corporel) = 0,28 ml; 30 g (poids corporel) = 0,42 ml. Cette technique est utilisée pour récolter une quantité plus importante de sang. L anesthésie n est pas nécessaire. Bien contentionner la souris et percer la veine à l aide de la pointe de l aiguille ou de la lancette ( à l endroit indiqué sur le schéma. Laisser dégoutter au-dessus d un contenant épendorf (ou autre) le nombre de gouttes requises. Essuyer à l aide d une gaze en maintenant une légère pression. Ne pas raser ou mouiller les poils avant le prélèvement. 9

12 Ponction cardiaque : Seringue : 3 ml (décoller le piston); Aiguille 25 G ⅝. Ce prélèvement peut être effectué seulement sur un animal que l on euthanasie. Il permet de prélever la dose maximum de sang. Anesthésier complètement la souris et bien la fixer sur la surface de travail. Mettre de l alcool au niveau du sternum pour bien le visualiser. Piquer avec un angle de 30 0 du côté gauche du sternum de l animal. Tirer le piston doucement et retirer tout le sang, environ 1,0 ml et euthanasier la souris Caudectomie : Utiliser une lame de scalpel stérile et sectionner l extrémité de la queue, seulement quelques millimètres sont nécessaires. S assurer de bien cautériser à l aide d un bâton de nitrate d argent pour arrêter le saignement. 10

13 LE RAT C ONTENTION DE BASE Saisir le rat par la base de la queue et non l extrémité de celle-ci, et ensuite le déposer sur l avant-bras. Si le rat est calme, vous pouvez le saisir doucement par le corps. Il existe plusieurs techniques différentes pour la contention des rats, en voici quelques exemples sur photos. 11

14 S EXAGE Chez le rat mâle immature, la distance ano-génitale est beaucoup plus importante que chez la femelle. Chez le mâle adulte, la présence des testicules est évidente. 12

15 I DENTIFICATION Contentionner le rat et identifier par des perforations à l aide du poinçon sur le pavillon de l oreille. Vous pouvez aussi à l aide d un marqueur permanent, inscrire un chiffre sur la base de la queue. Cette méthode est utilisée sur une courte période, quelques jours seulement. Voir la charte des numéros du pavillon de l oreille dans la section souris. 13

16 A DMINISTRATION PAR INJECTION Intradermique : Aiguille : G; Volume maximum : 0,015 ml. Vous devez être deux pour exécuter la technique. Contentionner le rat au niveau du cou et des pattes supérieures en laissant la peau du dos libre et en maintenant la queue. La deuxième personne doit raser le site, le désinfecter et tendre la peau pour faire l injection. Piquer à 2 mm de profond avec un angle de Sous-cutanée : Aiguille : entre 25 G et 27 G ½ po; Volume maximum ; 10 ml/kg. Maintenir le rat sur une table en soulevant la peau du dos, injecter sous les doigts entre l index et le pouce à l intérieur du repli de peau. 14

17 Intra péritonéale : Aiguille : 23 G ¾ po; Volume maximum : 10 ml/kg. La technique s exécute seule ou à deux. Maintenir le rat contre une cage pour exposer l abdomen. Insérer au complet l aiguille avec un angle de 45 dans les cadrans inférieurs droits et gauches de l abdomen. Éviter les cadrans supérieurs et la ligne médiane au bas de l abdomen où se situe la vessie. 15

18 Intramusculaire : Aiguille : 25 G ⅝ po; Volume maximum : 0,2 ml. Vous pouvez réaliser la technique à deux ou seul. Étirer la patte et mettre le muscle en évidence en le pinçant. Introduire l aiguille de côté en direction médiale dans la région la plus épaisse du muscle. Intraveineuse : Aiguille : 25 G ⅝ po; Volume maximum : 5 ml/250 g. Utiliser une cage de contention. Deux veines sont visibles de chaque côté de la queue et permettent de faire l injection. N.B. le vaisseau central est une artère. 16

19 Gavage : Aiguille : 16 G 3 po; Volume maximum 20 ml/kg. Placer la sonde du côté gauche de la bouche du rat avec un angle de 45 0 et l insérer délicatement en longeant le palais. Redresser la seringue à la verticale en douceur et la descendre sans qu il y ait de résistance. On ne doit jamais forcer. Administrer le volume et retirer doucement la sonde. 17

20 P RÉLÈVEMENTS Saphène : Aiguille : 23 G à 18 G Ce site est privilégié pour les prélèvements répétitifs de petites quantités et ne nécessite pas d anesthésie. Enrouler le rat dans une serviette, saisir la patte et raser la peau de la cheville jusqu au genou à l aide d un rasoir électrique ou d une lame de scalpel. La veine doit être apparente et bien gonflée. Vous pouvez activer la circulation en bougeant le pied de façon répétitive. Appliquer un onguent (gelée de pétrole) pour empêcher la goutte de diffuser sur la peau. Piquer la veine et récolter la goutte à l aide d un capillaire ou d un tube. Arrêter le saignement en appuyant à l aide d une gaze. 18

21 Jugulaire : Aiguille : 23 G 1 po; Volume maximum : 2,5 ml à 5 ml. Cette technique s effectue seul et sans anesthésie. Contentionner l animal en ramenant les pattes dans le dos afin de mettre en évidence les deux épaules. À l aide de l index, basculer la tête vers l arrière pour mettre la jugulaire en extension. Insérer l aiguille graduellement en retirant le piston. Lorsque le prélèvement est terminé, pincer le site de prélèvement à l aide d une gaze pour arrêter le saignement. 19

22 Ponction cardiaque : Aiguille : 22 G 1 po; Seringue : 15 ml. Ce prélèvement peut être effectué seulement sur un animal que l on euthanasie. Il permet de prélever la dose maximum de sang. Anesthésier le rat et bien fixer sur la surface de travail. Mettre de l alcool pour bien visualiser le sternum. Piquer avec un angle de 30 0 au côté gauche du sternum de l animal. Tirer doucement le piston et retirer tout le sang (environ ml) et euthanasier l animal. 20

23 LAPIN C ONTENTION DE BASE Ne jamais saisir le lapin par les oreilles. Prendre le lapin par la peau du cou, le soulever et mettre l autre main sous les fesses pour supporter le dos. Pour le transporter, lui enfouir le nez dans le creux du bras et supporter son corps sur votre avant-bras en maintenant son postérieur de votre main. Toujours garder une main sur le dos du lapin. Lorsque vous travaillez avec un lapin, en tout temps, vous pouvez l aider à se calmer en lui plaçant une main sur les yeux. 21

24 S EXAGE Une pression exercée au bas de l abdomen peut faire saillir le pénis ainsi que la présence des testicules peut confirmer le sexe. I DENTIFICATION L identification principale se fait par l installation d une étiquette de métal au niveau de l oreille. Il est possible aussi d inscrire un numéro dans l oreille à l aide d un marqueur permanent, cette méthode est de courte durée. Pour une méthode de longue durée, il est recommandé de tatouer l oreille. 22

25 A DMINISTRATION PAR INJECTION (Il est préférable de désinfecter le site avant une injection) Intradermique : Aiguille : 25 G ⅝; Volume maximum : 0,1 ml. Pour injecter par voie intradermique, il faut d abord raser l endroit où doit se donner l injection. Bien tendre la peau du site et s assurer que le biseau de l aiguille est inséré au complet. Sous-cutané : Aiguille : 25 à 27 G, ½ po; Volume maximum : 10 ml. Soulever la peau au niveau du dos en formant une tente et injecter sous les doigts entre l index et le pouce. 23

26 Intra péritonéale : Aiguille : 21 G à 23 G, 1 po; Volume maximum : 20 à 80 ml (en fonction du poids). Cette technique s exécute à deux personnes. On saisit les membres en plaçant l index entre eux. On fait basculer le lapin sur le côté en l appuyant contre soi. La deuxième personne peut procéder à l injection. Intramusculaire : Aiguille : 25 à 27 G, ½ po; Volume maximum : 2 ml. Placer le lapin contre soi et étirer la patte arrière, mettre le muscle en évidence en le pinçant. Mouiller le poil à l aide d alcool afin de visualiser le muscle. Insérer l aiguille au centre du muscle par le côté. 24

27 Intraveineuse : Aiguille : 25 G, ⅝; Volume maximum : 10 ml. Il faut être deux ou utiliser une cage de contention pour réaliser cette technique. Il faut utiliser la veine marginale qui longe l extérieur de l oreille. Arracher les poils le long de la veine et appliquer de l alcool et frotter pour faire gonfler le vaisseau. Insérer l aiguille délicatement et en injectant vous pouvez remarquer le liquide s écouler dans la veine. Attendre quelques secondes à la fin de l injection avant de retirer l aiguille. Maintenir une pression à l aide d une gaze. 25

28 Gavage : N.B. Mesurer la distance entre la bouche et l estomac et marquer le tube afin de l insérer à la bonne profondeur. Aiguille : cathéter urétral (flexible) 12FR X 16 ; Volume maximum : 60 ml (pour un lapin de 4 kg). Il faut être deux pour réaliser cette technique, la première personne maintient le lapin par les pattes, position assise sur elle. Bien redresser son corps. L autre personne maintient la mâchoire fermée solidement de son index et son pouce, et ses trois doigts libres cachent les yeux du lapin. Cette même personne peut ensuite insérer le tube dans la commissure de la bouche rapidement jusqu à la marque. 26

29 Injecter le volume désiré, pincer le tube et enlever la seringue. Remettre une autre seringue remplie d eau pour bien vider notre tube de sa substance. Plier le tube et retirer. 27

30 P RÉLÈVEMENTS Artère de l oreille : Aiguille : papillon 21G à 23G, ¾ po (tube vacutainer + support); Volume maximum : 30 ml (pour un lapin de 3,5 kg). Afin de calmer le lapin et de dilater les vaisseaux sanguins, il est recommandé d administrer de l acépromazine à raison de 0,5 mg/kg intramusculaire. Préparer votre matériel à l avance. Il faut être deux ou utiliser une cage de contention pour réaliser cette technique. Il faut utiliser l artère au centre de l oreille, arracher les poils le long de l artère et appliquer de l alcool et frotter pour faire gonfler le vaisseau. Insérer le papillon dans l artère, lorsque le sang monte, insérer l autre extrémité du papillon dans le vacutainer. Vous pouvez stimuler l artère en frottant celle-ci à la base de l oreille. Retirer l aiguille et faire une pression à l aide d une gaze pour arrêter le saignement. 28

31 Ponction cardiaque : Aiguille : 20G à 22G, 1½ po + support; Tubes vacutainers : 10 ml (prévoir jusqu à 20 tubes). Ce prélèvement peut être effectué seulement sur un animal que l on euthanasie. Il permet de prélever la dose maximum de sang Anesthésier le lapin par inhalation d isoflurane, le maintenir au masque et l étendre sur son côté droit. Localiser le cœur, insérer l aiguille et ensuite enfoncer le tube vacutainer. Exsanguiner le lapin jusqu à la mort ou l euthanasier au CO 2 à la suite du prélèvement. 29

32 COBAYE C ONTENTION DE BASE Prendre le cobaye d une main par le corps, supporter l arrière train de l autre main et le déposer sur l avant-bras. S EXAGE A première vue, l appareil génital du mâle (à gauche) donne l impression d un «i» alors que pour la femelle (à droite) l appareil génital donne l impression d un «Y». 30

33 Chez le mâle une pression exercée au bas de l abdomen peut faire saillir le pénis pour confirmer le sexe. I DENTIFICATION Les oreilles peuvent être marquées en perforant à l aide d un poinçon, le pavillon de l oreille. Voir la charte des numéros du pavillon de l oreille dans la section souris. 31

34 A DMINISTRATION PAR INJECTION Il est préférable de désinfecter le site avant une injection Intradermique : Aiguille : 25G ⅝; Volume maximum : 0,1 ml. Tout d abord raser l endroit où doit se donner l injection. Bien tendre la peau du site et s assurer que le biseau de l aiguille est inséré au complet. Sous-cutané : Aiguille : 25G à 27G, ½ po; Volume maximum : 2 ml. Soulever la peau au niveau du cou en formant une tente et injecter sous les doigts entre l index et le pouce. 32

35 Intramusculaire : Aiguille : 25 à 27G, ½ po; Volume maximum : 0,2 ml. Placer l animal sur l avant-bras, la tête cachée au creux du coude. Étirer une patte arrière d une main et injecter de l autre. Intra péritonéale : Aiguille : 23G, ⅝; Volume maximum : 4 ml. La technique peut être réalisée seul ou à deux. On immobilise le cobaye sur la table ou appuyé contre le corps. 33

36 P RÉLÈVEMENTS Veine saphène (utilisée aussi pour injection); Aiguille : 23G à 18 G. Ce site est privilégié pour les prélèvements répétitifs de petites quantités. Enrouler le cobaye dans une serviette, saisir la patte et raser la peau de la cheville jusqu au genou à l aide d un rasoir électrique. Appliquer un onguent (gelée de pétrole) pour empêcher la goutte de diffuser sur la peau. Piquer la veine et récolter la goutte à l aide d un capillaire ou d un tube. Arrêter le saignement en appuyant à l aide d une gaze. Pour injecter, utiliser une aiguille 25G à 27G et 4 ml de volume total. 34

37 HAMSTER C ONTENTION DE BASE Saisir la peau du cou et du dos au maximum afin d éviter que le hamster ne se retourne et ne morde. S EXAGE Chez le hamster mâle immature, la distance ano-génitale est beaucoup plus importante que chez la femelle. Chez le mâle adulte, la présence des testicules est évidente. 35

38 I DENTIFICATION Contentionner le hamster et identifier en perforant à l aide du poinçon, le pavillon de l oreille. Voir la charte des numéros du pavillon de l oreille dans la section souris. A DMINISTRATION PAR INJECTION N.B. Il est préférable de désinfecter le site avant une injection Intramusculaire : Aiguille : 27G ½ po; Volume maximum : 0,05 ml. Vous devez être deux pour exécuter cette technique. Une personne contentionne l animal et l autre tend la patte arrière et fait l injection. 36

39 Gavage : Aiguille : 16G, 3 po; Volume maximum : 4 ml. Bien contentionner l animal en agrippant le plus de peau possible pour immobiliser la tête. Placer la sonde du côté gauche de la bouche du hamster avec un angle de 45 0 et l insérer délicatement en longeant le palais. Redresser la seringue à la verticale en douceur et la descendre sans qu il y ait de résistance. On ne doit jamais forcer. Administrer le volume et retirer doucement la sonde. 37

40 ANESTHÉSIE DES RONGEURS Deux méthodes sont utilisées pour l anesthésie du rongeur soit, par injection inhalation. Injection : mélange de kétamine (87 mg/ml) et xylazine (13 mg/ml) administré à raison de 1 ml/kg; ESPÈCE VOIE D ADMINISTRATION Souris Rat Hamster Intra péritonéale Intramusculaire Intramusculaire Il est recommandé pour le lapin et le cobaye d utiliser l anesthésie par inhalation à l isoflurane pour de meilleurs résultats. Pour l utilisation de la kétamine/xylazine, voici les données : ESPÈCE VOIE D ADMINISTRATION DOSAGE Lapin Cobaye Intramusculaire Intramusculaire + Sous-cutané - Kétamine : 35 mg/kg + - Xylazine : 5 mg/kg - Kétamine : 40 à 100 mg/kg + - Xylazine : 5 mg/kg INHALATION Des appareils à anesthésie sont à votre disposition dans les différentes salles de manipulation. Pour l anesthésie des animaux, nous utilisons un mélange d isoflurane et d oxygène. Pour induire l animal, vous devez saturer une cage reliée à l appareil et y déposer l animal. Une fois l animal endormi, il est possible de faire une manipulation de courte durée et ne nécéssitant pas une anesthésie profonde. Pour une intervention plus importante, vous devez maintenir l animal sous anesthésie avec un masque. 38

41 C HIRURGIE DE BASE Il faut d abord préparer tout le matériel nécessaire à la chirurgie. Voici une liste sommaire du matériel dont vous aurez besoin : Seringues et aiguilles Solution de réhydratation Analgésique Anesthésiant Onguent lacrymal Rasoir Solutions de désinfection (alcool et proviodine) Chlorexidine MATÉRIEL DE CHIRURGIE : (préablement stérilisé) Gazes Instruments chirurgicaux Fils de suture Champs opératoires Administrer l analgésique 20 minutes avant la chirurgie pour obtenir l effet analgésique maximal. Procéder à l anesthésie de l animal, mettre l onguent lacrymal et administrer par voie sous-cutané, la solution de réhydratation à raison de 10 ml pour un rat et 1 ml pour une souris. Vous devez ensuite raser le site et nettoyer à l aide de la chlorexidine et d une gaze. Installer l'animal et ouvrir le paquet contenant le matériel de chirurgie avant de procéder à la désinfection du site. Lorsque tout est prêt, faire un passage à l alcool en commençant par le centre du site suivi d un passage à la proviodine et répéter l opération une seconde fois. Installer le champ stérile et effectuer la chirurgie. Il est important de désinfecter la plaie avant de remettre l animal dans sa cage. 39

42 SOINS OPÉRATOIRES Il faut surveiller constamment l animal jusqu à son réveil complet. Afin de maintenir la température du corps stable, s assurer qu il y a une source de chaleur tel qu un coussin chauffant ou une lampe chauffante. S il y a un signe de douleur, l emploi d analgésique peut s avérer nécessaire si le protocole le permet. Dans les jours suivant la chirurgie, il faut s assurer que l animal s hydrate, s alimente bien et se déplace normalement. Bien surveiller la plaie pour détecter tout signe d infection et s assurer que l animal ne tente pas d enlever ses points. S il y a un signe d infection et/ou de fièvre et que le protocole le permet, un antibiotique peut être nécessaire. Si la chirurgie est de longue durée et qu il y a eu perte de volume sanguin, une réhydration est essentielle. Il faut retirer les points ou les agrafes dix (10) jours suivant la chirurgie. MÉTHODES D EUTHANASIE Une méthode d euthanasie doit provoquer la mort rapidement de façon assurée, sans être précédée ou accompagnée de stress ou de douleur. Les méthodes courantes utilisées sont l euthanasie au CO 2 ou la surdose d anesthésique/barbituriques. Toute méthode d euthanasie doit être justifiée et approuvée au protocole de recherche. 40

43 PRÉLÈVEMENT D ORGANES Voici quelques planches références pour vous aider à identifier les principaux organes des rongeurs : L A SOURIS : L E RAT : Transactions of the American Philosophical Society, Held at Philadelphia for promoting useful knowledge, New Series Volume XXVII, Anatomy of the rat, Eunice Chace Greene, Philadelphia, The American Philosophical Society, 104 South Fifth Street, Hafner Publishing Company, New York and London, 1963, pp Ce livre est disponible pour consultation au secrétariat de l Animalerie. L E LAPIN : L E HAMSTER : A Colour Atlas of Anatomy of Small Laboratory Animals, Volume Two : Rat Mouse Hamster, P. Popesko, V. Rajtva, J. Horak, Wolfe Publishing Ltd, 1992, pp Ce livre est disponible pour consultation au secrétariat de l Animalerie. 41

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