Cloques Foliaires. Fiches des méthodes d observation et de suivi

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1 Cloques Foliaires Fiches des méthodes d observation et de suivi Principaux couples hôtes/parasites Fausses-cloques à Exobasidium Fausse-cloque du camélia (Exobasidium camelliae) / Camellia Maladie des galles du rhododendron (Exobasidium japonicum) / Azalea, Rhododendron Galles foliaires du rhododendron (Exobasidium rhododendri) / Azalea, Rhododendron Fausse cloque de l azalée (Exobasidium vaccinii) / Arbutus, Azalea, Pieris, Rhododendron Cloques à Taphrina Cloque du pêcher (Taphrina deformans) / Prunus persica Cloque foliaire de l aulne (Taphrina sadebeckii) / Alnus Cloque foliaire du bouleau (Taphrina betulae) / Betula Cloque dorée du peuplier (Taphrina populina) / Populus Cloque foliaire du chêne (Taphrina caerulescens) / Quercus Cloque de l orme (Taphrina ulmi) / Ulmus Suivi L unité de suivi, la parcelle, correspond à une combinaison site * espèce végétale. Le suivi est à effectuer de mars à juillet sur arbres et arbustes hors conifères. Si possible, réaliser une notation par semaine, le même jour. Les végétaux observés seront les mêmes tout le long du suivi (mettre un repère). Observer 5 plantes par parcelle. Réparties sur l ensemble de la parcelle, elles seront choisies comme suit : Massifs et bosquets : 2 plantes en bordure de la parcelle, 2 plantes au cœur de la parcelle, 1 plante située entre le bord et le cœur de la parcelle. Haies et alignements : plantes placées à intervalle régulier. Le suivi consiste à effectuer des observations de symptômes. PROTOCOLE Observer le feuillage des végétaux choisis et relever les informations suivantes : Nature de l observation Noter la présence/absence de cloques sur la parcelle Exobasidium : - jeunes feuilles transformées en boursouflure blanc crème pouvant atteindre 20 cm de long - feuille âgée épaissie, boursouflée, s enroulant, se couvrant d une pruine blanche s enlevant facilement au toucher - bourgeons floraux transformées en rosette charnue blanc crème Taphrina : feuilles portant des cloques vert pâle se couvrant d un feutrage blanchâtre à grisâtre sur la face inférieure, enroulées, épaissies, rougies Identifier la maladie à cloque observée Suivi standard Cloques sur au moins une plante : Saisir «Présence» Cloques absentes de l ensemble de la parcelle depuis le début des notations : Ne pas renseigner la BDD Espèce (si possible) Fiches des méthodes d observation et de suivi - Cloques Foliaires 153

2 Paul Bachi, University of Kentucky Research and Education Center, Fig? : Déformations foliaires à Exobasidium vaccinii sur rhododendron John Hartman, University of Kentucky, Fig? : Déformations foliaires à Exobasidium vaccinii sur rhododendron Paul Bachi, University of Kentucky Research and Education Center, Fig? : Déformations foliaires à Exobasidium vaccinii sur rhododendron Clemson University - USDA Cooperative Extension Slide Series, Mary Ann Hansen, Virginia Polytechnic Institute and State University, Fig. 1 : Exobasidium camelliae sur Camélia Fig 2 : Déformation foliaire due à Exobasidium camelliae sur Camellia japonica William M. Brown Jr., Fig. 3 : Cloques à Taphrina deformans sur pousse de pêcher Paul Bachi, University of Kentucky Research and Education Center, Fig. 4 : Cloques à Taphrina deformans sur feuilles de pêcher Joseph O Brien, USDA Forest Service, Fig 5 : Cloques à Taphrina caerulescens sur feuille de chêne Joseph O Brien, USDA Forest Service, Darren Blackford, USDA Forest Service, Fig. 6 : Déformation folaire à Taphrina caerulescens sur feuille de chêne (gauche) et feuille saine (droite) Plante & Cité, Guérin M. Fig. 8 : Feuillage de pêcher déformé par Taphrina deformans Fig. 7 : Cloque à Taphrina caerulescens sur feuille de Quercus alba Florida Division of Plant Industry Archive, Florida Department of Agriculture and Consumer Services, Fig. 9 : Cloques à Taphrina caerulescens vue sur la face inférieure et supérieure d une feuille de chêne Theodor D. Leininger, USDA Forest Service, Fig. 10 : Cloques à Taphrina populina sur feuille de Populus deltoides Mary Ann Hansen, Virginia Polytechnic Institute and State University, Fig. 11 : Cloques à Taphrina ulmi sur feuilles d orme Fiches des méthodes d observation et de suivi - Cloques Foliaires 154

3 Suivi expert A réserver aux parcelles connues pour être contaminées, sur les végétaux les plus sensibles, à savoir : Azalea (azalée) Populus (peuplier) Prunus persica (pêcher) Rhododendron (rhododendron) Selon l appréciation de l observateur, ce suivi peut également être envisagé pour d autres plantes-hôtes. Le suivi consiste à effectuer des observations de symptômes PROTOCOLE Pour chaque plante, observer 2 rameaux * 10 feuilles. Effectuer les observations suivantes : Nature de l observation Compter le nombre de feuilles contaminées Pour chaque feuille, évaluer le pourcentage de surface occupé par les symptômes selon les classes suivantes : 1 : < 5 % 2 : 5-25 % 3 : % 4 : > 60 % Evaluer l importance de la population par rapport à la notation précédente Identifier la maladie à cloque observée Détermination au Laboratoire Nombre de feuilles contaminées Classe la plus représentée En augmentation / Stable / En diminution Espèce (si possible) En cas d observation d une espèce inhabituelle de maladie à cloque pour une plante-hôte donnée, il peut être envisagé de réaliser la détermination spécifique de la maladie à cloque observée après accord de l animateur filière de la région concernée. Les procédures standards d envoi d échantillon sont les suivantes: Prélever les feuilles attachées à leur rameau. Pour avoir l ensemble des symptômes, prélever autant d échantillons que nécessaire. Envelopper chaque échantillon individuellement dans du papier journal/absorbant et placer le tout dans un emballage hermétique. Envoyer immédiatement les échantillons, sinon les envoyer le plus rapidement possible après les avoir conservés au froid (4 C). Remarque. Pour plus de précisions (laboratoires à contacter, procédures d envoi particulières ), consulter l index «Envoi d échantillon pour identification». Fiches des méthodes d observation et de suivi - Cloques Foliaires 155

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5 Maladies A Chancre Fiches des méthodes d observation et de suivi Principaux Couples Hôtes/Parasites * Chancre du noisetier (Anisogramma anomala) / Corylus Chancre à Botrysphaeria (Botryosphaeria dothidea) / Acacia, Albizzia, Araucaria, Acer, Betula, Carya, Carpinus, Castanea, Catalpa, Cercidiphyllum, Cercis, Citrus, Carpinus, Crataegus, Cupressocyparis, Fagus, Ficus, Fraxinus, Gleditsia, Ilex, Juglans, Larix, Liquidambar, Liriodendron, Malus, Nyssa, Ostrya, Pinus, Populus, Prunus, Pyrus, Pterocarya, Quercus, Rhus, Ribes, Robinia, Rosa, Salix, Sequoia, Sequoiadendron, Sophora, Sorbus, Tilia, Viburnum Rouille vésiculeuse de l écorce des pins à 2 aiguilles (Cronartium flaccidum) / Pinus Rouille vésiculeuse de l écorce des pins à 5 aiguilles (Cronartium ribicola) / Pinus * Chancre cortical du châtaignier (Cryphonectria parasitica) / Castanea, Quercus Chancre dothichizéen du peuplier (Cryptodiaporthe populea) / Populus Maladie de la suie de l érable (Cryptostroma corticale) / Acer Cylindrocladiose du buis (Cylindrocladium buxicola) / Buxus Maladie des tâches brunes de l écorce (Cytospora chrysosperma) / Acer, Betula, Fagus, Picea abies, Populus, Prunus, Salix, Sambucus, Sorbus Chancre cytosporéen (Cytospora leucosperma) / Acer, Castanea, Juglans, Populus, Prunus, Robinia, Salix, Sambucus, Ulmus Chancre à Dothichiza du peuplier (Dothichiza populea) / Populus * Pitch canker (Fusarium circinatum) / Pinus, Pseudotsuga menziesii Gibberella baccata / Acacia, Acer, Albizzia, Carpinus, Citrus, Clematis, Euonymus, Ipomea, Morus, Populus, Robinia, Sophora Chancre noir du saule (Glomerella miyabeana) / Salix Chancre du tremble (Hypoxylon mammatum) / Populus tremula Chancre du mélèze (Lachnellula willkommii) / Larix Chancre du rosier (Leptosphaeria coniothyrium) / Berberis, Euonymus, Rosa, Rubus Rouille courbeuse des rameaux (Melampsora populnea) / Pinus Maladie du corail (Nectria cinnabarina) / Acacia, Acer, Aesculus, Albizzia julibrissin, Alnus, Amelanchier, Aralia, Betula, Broussonetia, Buxus sempervivens, Carya, Carpinus, Cercis, Chaenomeles, Crataegus, Cornus, Cotoneaster, Cydonia, Elaeagnus, Euonymus, Fagus, Forsythia, Fraxinus, Gleditsia, Hibiscus, Hydrangea, Juglans, Larix, Ligustrum, Kerria, Koelreuteria, Malus, Mespilus, Morus, Philadelphus, Pinus, Populus, Prunus, Pyrus, Quercus, Rhus, Ribes, Robinia, Rosa, Salix, Sambucus, Sophora, Sorbus, Spiraea, Tilia, Ulmus, Viburnum, Wisteria Maladie corticale du hêtre (Nectria coccinea) / Acer, Betula, Fagus, Populus, Sambucus Chancre de l épicéa (Nectria cucurbitula) / Abies, Larix, Picea, Pinus, Taxus Chancre du hêtre (Nectria ditissima) / Acer, Betula, Fagus, Malus, Pyrus, Quercus, Salix Chancre européen des arbres fruitiers (Neonectria galligena) / Acer, Aesculus, Alnus, Betula, Carya, Carpinus, Crataegus, Cydonia, Fagus, Fraxinus, Juglans, Malus, Mespilus, Nyssa, Photinia, Populus, Pyracantha, Pyrus, Rosa, Quercus, Salix, Sorbus, Ulmus Chancre du genévrier (Phomopsis juniperovora) / Cryptomeria, Cupressus, Juniperus, Taxus, Thuja Chancre cortical des cupressacées (Seiridium cardinale) / Chamaecyparis, Cupressus, Juniperis, Thuja Dépérissement des pousses des pins et sapins (Sphaeropsis sapinea) / Abies, Araucaria, Cedrus, Larix, Pinus, Pseudotsuga menziesii Dépérissement des feuilles et rameaux du buis (Volutella buxi) / Buxus Suivi L unité de suivi, la parcelle, correspond à une combinaison site * espèce végétale. Fiches des méthodes d observation et de suivi - Maladies A Chancre 157

6 Joseph O Brien, USDA Forest Service, Robert L. Anderson, USDA Forest Service, Fig. 1 : Chancre à Botryosphaeria dothidea sur X Cupressocyparis leylandii Joseph O Brien, USDA Forest Service, Fig. 2 : Chancre à Cronartium ribicola sur Pinus strobus H.J. Larsen, William Jacobi, Colorado State University, Fig. 3 : Chancre à Hypoxylon mammatum Fig. 4 : Chancre à Nectria sur Acer saccharum Andrej Kunca, National Forest Centre - Slovakia, H.J. Larsen, University of Georgia Plant Pathology Archive, University of Georgia, Fig. 5 : Chancre à Fig. 6 : Gommose Botryosphaeria dothidea due à Botryosphaeria sur Prunus persica dothidea sur pommier Andrej Kunca, National Forest Centre 5 - Slovakia, Fig; 7 : Chancre à Nectria galligena sur pommier Ministry of Agriculture and Regional Development Archive, Ministry of Agriculture and Regional Development, Andrej Kunca, National Forest Centre - Slovakia, Fig. 8 : Fructifcations de Nectria sp. Pennsylvania Department of Conservation and Natural Resources - Forestry Archive, Fig; 9 : Chancre à Cryphonectria parasitica sur châtaignier Andrej Kunca, National Forest Centre - Slovakia, Fig. 10 : Cryphonectria parasitica sur châtaignier Fig. 11 : Chancre à Nectria coccinea sur Acer pseudoplatanus Fig. 12 : Chancre à Nectria coccinea sur Fagus grandifolia Joseph O Brien, USDA Forest Service, Fig. 13 : Chancre à Cryphonectria parasitica sur Castanea sativa Jennifer Olson, Oklahoma State University, Fig. 14 : Chancre à Lachnellula willkommii Andrej Kunca, National Forest Centre - Slovakia, Donald Owen, California Department of Forestry and Fire Protection, Fig. 15 : Chancreà à Fusarium circinatum sur Pinus radiata Andrej Kunca, National Forest Centre - Slovakia, Joseph O Brien, USDA Forest Service, Fig. 16 : Chancre à Anisogramma anomala Robert L. Anderson, USDA Forest Service, Fig. 17 : Fructifications de Cronartium rubicola Fig. 19 : Fructifications de Lachnellula willkommii Fig. 18 : Chancre à Seiridium sp. sur X Cupressocyparis leylandii Manfred Mielke, USDA Forest Service, Fig. 20 : Chancre à Dothichiza populea Fiches des méthodes d observation et de suivi - Maladies A Chancre Fig. 21 : Chancre à Dothichiza populea Amandine Gourlay, Fredon Pays de la Loire Fig. 22 : Dépérissment de rameaux de buis dû à Volutella buxi (fructifications) 158

7 Le suivi est à effectuer de mars à septembre sur arbres et arbustes. Si possible, réaliser une notation par semaine, le même jour. Les végétaux observés seront les mêmes tout le long du suivi (mettre un repère). Observer 10 plantes par parcelle. Réparties sur l ensemble de la parcelle, elles seront choisies comme suit : Massifs et bosquets : 4 plantes en bordure de parcelle, 3 plantes au cœur de la parcelle, 3 plantes situées entre le bord et le cœur de la parcelle. Haies et alignements : plantes placées à intervalle régulier. Le suivi consiste à effectuer des observations de symptômes. PROTOCOLE Observer l écorce des végétaux choisis et relever les informations suivantes : Nature de l observation Noter la présence/absence de chancres sur la parcelle Plaie brune déprimée puis boursouflée, craquelant l écorce, pouvant se nécroser sur le pourtour Associé à un jaunissement, flétrissement du feuillage porté par la branche atteinte Identifier la maladie à chancre observée Suivi standard Chancres présents sur au moins une plante : Saisir «Présence» Chancres absents de l ensemble de la parcelle depuis le début des notations : Ne pas renseigner la BDD Espèce (si possible) Suivi expert A réserver aux parcelles connues pour être contaminées, sur les végétaux les plus sensibles, à savoir : Acer (érable) Buxus (buis) Cupressus (cyprès) Fagus (hêtre) Fraxinus (frêne) Pinus (pin) Populus (peuplier) Prunus (cerisier et prunier d ornement) Quercus (chêne) Selon l appréciation de l observateur, ce suivi peut également être envisagé pour d autres plantes-hôtes. Le suivi consiste à effectuer des observations de symptômes. PROTOCOLE Effectuer les observations suivantes : Nature de l observation Compter le nombre de sujets contaminés Evaluer l importance de la pression parasitaire par rapport à la notation précédente Identifier la maladie à chancre observée Détermination au Laboratoire Nombre de sujets contaminés En augmentation / Stable / En diminution Espèce (si possible) En cas d observation d une espèce inhabituelle de maladie à chancre pour une plante-hôte donnée, il peut être envisagé de réaliser la détermination spécifique de la maladie observée après accord de l animateur filière de la région concernée. Les procédures standards d envoi d échantillon sont les suivantes : Prélever jusqu à une dizaine de rameaux de 20 à 40 cm de long provenant de zones en limite de chancre, de zone saine, du cœur du chancre en conservant leur écorce. Envelopper chaque échantillon individuellement dans du papier journal/absorbant et placer le tout dans un emballage hermétique. Envoyer immédiatement les échantillons, sinon les envoyer le plus rapidement possible après les avoir conservés au froid (4 C). Remarque. Pour plus de précisions (laboratoires à contacter, procédures d envoi particulières ), consulter l index «Envoi d échantillon pour identification». Fiches des méthodes d observation et de suivi - Maladies A Chancre 159

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9 Maladies des Pièces Florales Fiches des méthodes d observation et de suivi Principaux couples hôtes/parasites Ovulinia de l azalée (Ovulinia azaleae) / Azalea, Erica, Rhododendron Bud blast de l azalée (Seifertia azaleae) / Azalea, Rhododendron * Ciborinia du camélia (Ciborinia camelliae) / Camellia Moniliose des fleurs et rameaux, des prunus (Monilinia laxa) / Chaenomeles, Prunus Moniliose de l aubépine (Monilinia johnsonii) / Crataegus Suivi L unité de suivi, la parcelle, correspond à une combinaison site * espèce végétale. Le suivi est à effectuer de mars à septembre sur arbres et arbustes hors conifères. Si possible, réaliser une notation par semaine, le même jour. Les végétaux observés seront les mêmes tout le long du suivi (mettre un repère). Observer 10 plantes par parcelle. Réparties sur l ensemble de la parcelle, elles seront choisies comme suit : Massifs et bosquets : 4 plantes en bordure de parcelle, 4 plantes au cœur de la parcelle, 3 plantes situées entre le bord et le cœur de la parcelle. Haies et alignements : plantes placées à intervalle régulier. Le suivi consiste à effectuer des observations de symptômes. PROTOCOLE Observer les fleurs des végétaux choisis et relever les informations suivantes : Nature de l observation Noter la présence/absence de symptômes sur la parcelle Tâches blanches à brunes se couvrant de ponctuations noires (organes de fructifications), fanaison, dessèchement Pour les monilioses, associé à des chancres à gommose sur rameau Identifier la maladie florale observée Suivi standard Symptômes présents sur au moins une plante : Saisir «Présence» Symptômes absents de l ensemble de la parcelle depuis le début des notations : Ne pas renseigner la BDD Espèce (si possible) Suivi expert A réserver aux parcelles connues pour être contaminées, sur les végétaux les plus sensibles, à savoir : Azalea (azalée) Prunus (cerisier et prunier d ornement) Rhododendron (rhododendron) Selon l appréciation de l observateur, ce suivi peut également être envisagé pour d autres plantes-hôtes. Le suivi consiste à effectuer des observations de symptômes. PROTOCOLE Pour chaque plante, observer 2 rameaux * 5 fleurs. Effectuer les observations suivantes : Nature de l observation Compter le nombre de fleurs infestées Nombre de fleurs infestées Fiches des méthodes d observation et de suivi - Maladies des Pièces Florales 161

10 Clemson University - USDA Cooperative Extension Slide Series, Fig. 1 : Ciborinia camelliae sur Camellia japonica Clemson University - USDA Cooperative Extension Slide Series, Fig. 2 : Dégâts de Monilinia sur bouton floral Clemson University - USDA Cooperative Extension Slide Series, Fig. 3 : Dégâts de Monilinia sur bouton floral de Prunus persica University of Georgia Plant Pathology Archive, University of Georgia, Fig. 4 : Dégâts sur rameaux de Prunus persica de Monilinia laxa Fiches des méthodes d observation et de suivi - Maladies des Pièces Florales 162

11 Nature de l observation Pour chaque fleur, évaluer le pourcentage de surface occupé par les symptômes selon les classes suivantes : 1 : < 5 % 2 : 5-25 % 3 : % 4 : > 60 % Evaluer l importance de la population par rapport à la notation précédente Identifier la maladie florale observée Détermination au Laboratoire Classe la plus représentée En augmentation / Stable / En diminution Espèce (si possible) En cas d observation d une espèce inhabituelle de maladie florale pour une plante-hôte donnée, il peut être envisagé de réaliser la détermination spécifique de la maladie florale observée après accord de l animateur filière de la région concernée. Les procédures standards d envoi d échantillon sont les suivantes: Prélever les fleurs attachées à leur rameau. Pour avoir l ensemble des symptômes, prélever autant d échantillons que nécessaire. Envelopper chaque échantillon individuellement dans du papier journal/absorbant et placer le tout dans un emballage hermétique. Envoyer immédiatement les échantillons, sinon les envoyer le plus rapidement possible après les avoir conservés au froid (4 C). Remarque. Pour plus de précisions (laboratoires à contacter, procédures d envoi particulières ), consulter l index «Envoi d échantillon pour identification». Fiches des méthodes d observation et de suivi - Maladies des Pièces Florales 163

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13 Maladies Vasculaires Fiches des méthodes d observation et de suivi Principaux Couples Hôtes/Parasites * Agent du flétrissement américain du chêne (Ceratocystis fagacearum) / Quercus * Chancre coloré du platane (Ceratocystis fimbriata f. sp. platani) / Platanus Dépérissement du palmier (Ceratocystis paradoxa) / Phoenix Chalarose du frêne (Chalara fraxinea) / Fraxinus * Eutypiose (Eutypa lata) / Acacia, Acer, Carpinus betulus, Chaenomeles japonica, Choisya ternata, Citrus, Cornus, Corylus, Cotoneaster, Crataegus, Eriobotrya, Fagus, Ficus, Fraxinus, Genista, Hedera, Juglans, Ligustrum, Lonicera, Malus, Olea europea, Platanus, Populus, Prunus, Pyrus, Quercus, Rhamnus, Ribes, Rosa, Salix, Sambucus, Sorbus, Symphoricarpus, Syringa, Tilia, Ulmus, Viburnum Fusariose vasculaire (Fusarium oxysporum) / Albizzia julibrissin, Cactées, Callistephus, Choisya, Chrysanthemum, Citrus, Cyclamen, Dianthus, Freesia, Gerbera, Gladiolus, Hibiscus, Ipomoea, Iris, Lavatera, Lilium, Lupinus, Musa, Narcissus, Phoenix, Phormium, Pinus, Pseudotsuga, Quercus, Rosa, Tagetes, Tulipa, Viola Remarque. Il existe différentes Forma specialis spécifiques du genre infecté, elles ne sont pas précisées ici. Brunissures cryptogamiques (Kabatina thujae) / Chamaecyparis, Cupressus, Juniperus, Thuja Graphiose de l orme (Ophiostoma ulmi) / Ulmus * Verticilliose (Verticillium albo-atrum) / Acer, Aesculus, Ailanthus, Albizzia, Antirrhinum, Aster, Berberis, Callistephus, Catalpa, Cercis, Chrysanthemum, Cineraria, Dahlia, Dianthus, Diospyros, Fagus, Fraxinus, Gerbera, Hibiscus, Koelreuteria, Lavatera, Liriodendron Maclura, Magnolia, Nyssa, Olea, Paeonia, Pelargonium, Philadelphus, Phlox, Platanus, Prunus, Quercus, Robinia, Rosa, Rubus, Syringa, Tilia, Ulmus * Verticilliose (Verticillium dahliae) / Acer, Aesculus, Ailanthus, Albizzia, Anthemis, Antirrhinum, Aster, Berberis, Campanula, Centaurea, Catalpa, Centaurea, Cercis, Chamaecyparis, Chrysanthemum, Coreopsis, Cornus, Cotinus, Dahlia, Delphinium, Fagus, Forsythia, Fraxinus, Fuchsia, Geranium, Impatiens, Koelreuteria, Liriodendron, Olea, Paeonia, Paulownia, Petunia, Philadelphus, Phlox, Platanus, Prunus, Quercus, Robinia, Rhus, Rosa, Rubus, Salvia, Sambucus, Syringa, Tilia, Ulmus, Wisteria Suivi L unité de suivi, la parcelle, correspond à une combinaison site * espèce végétale. Le suivi est à effectuer de mars à octobre sur arbres et arbustes. Si possible, réaliser une notation par semaine, le même jour. Les végétaux observés seront les mêmes tout le long du suivi (mettre un repère). Observer 10 plantes par parcelle. Réparties sur l ensemble de la parcelle, elles seront choisies comme suit : Massifs et bosquets : 4 plantes en bordure de parcelle, 3 plantes au cœur de la parcelle, 3 plantes situées entre le bord et le cœur de la parcelle. Haies et alignements : plantes placées à intervalle régulier. Le suivi consiste à effectuer des observations de symptômes. PROTOCOLE Observer l écorce des végétaux choisis et relever les informations suivantes : Nature de l observation Noter la présence/absence de symptômes sur la parcelle - Feuilles : décoloration des veines, jaunissement évoluant progressivement en flétrissement, chute prématurée Suivi standard Symptômes présents sur au moins une plante : Saisir «Présence» Fiches des méthodes d observation et de suivi - Maladies Vasculaires 165

14 Andrej Kunca, National Forest Centre - Slovakia, Andrej Kunca, National Forest Centre - Slovakia, Fig 2 : Dégâts de Chalara fraxinea sur bois de Fraxinus excelsior Andrej Kunca, National Forest Centre - Slovakia, Fig 3 : Chancre à Chalara fraxinea sur Fraxinus excelsior Fig 4 : Dégâts foliaires de Chalara fraxinea sur Fraxinus excelsior C.E. Seliskar, Fig 1 : Chêne atteint par Ceratocystis fagacearum C.E. Seliskar, Fig 5 : Dégâts de Ceratocystis fagacearum sur feuille de chêne Petr Kapitola, State Phytosanitary Administration, Fig 6 : Dégâts sur bois d Ophiostoma ulmi en coupe transversale Minnesota Department of Natural Resources Archive, Minnesota Department of Natural Resources, William Jacobi, Colorado State University, Fig 7 : Dégâts sur bois d Ophiostoma ulmi Northeastern Area Archive, USDA Forest Service, Fig 8 : Dégâts d Ophiostoma ulmi sur feuilles Elizabeth Bush, Virginia Polytechnic Institute and State University, Fig 9 : Dégâts de Fusarium oxysporum localisés sur une partie d Albizzia julibrissin Fig 10 : Dégâts de verticilliose en coupe transversale et longitudinale Department of Plant Pathology Archive, North Carolina State University, André Vogouroux, INRA Fig. 11 : Ceratocystis fimbriata f. sp. platani Amy Fulcher, University of Kentucky, Fig 12 : Verticilliose sur écorce d Acer rubrum Joseph O Brien, USDA Forest Service, Crédits : Florida Division of Plant Industry Archive, Florida Department of Agriculture and Consumer Services, Fig 13 : Gommose sur écorce d Albizzia julibrissin dû à Fusarium oxysporum Crédits : Clemson University - USDA Cooperative Extension Slide Series, Fig 14 : Plant de tabac atteint par Fusarium oxysporum Fig 15 : Fusarium oxysporum sur glaïeul Fig 16 : Dégâts de verticilliose sur feuille d érable Fiches des méthodes d observation et de suivi - Maladies Vasculaires 166

15 Nature de l observation Noter la présence/absence de symptômes sur la parcelle - Ecorce : tâches brunes, nécroses longitudinales en forme de mèche - Section racine/branche/pétiole : brunissement, pourriture des tissus conducteurs g Symptômes d abord localisés puis gagnant progressivement toute la plante Identifier la maladie vasculaire observée Symptômes absents de l ensemble de la parcelle depuis le début des notations : Ne pas renseigner la BDD Espèce (si possible) Suivi expert A réserver aux parcelles connues pour être contaminées, sur les végétaux les plus sensibles, à savoir : Acer (érable) Rhus (sumac) Dianthus (œillet) Quercus (chêne) Ulmus (orme) Platanus (platane) Prunus (cerisier et prunier d ornement) Callistephus (reine-marguerite) Selon l appréciation de l observateur, ce suivi peut également être envisagé pour d autres plantes-hôtes. Le suivi consiste à effectuer des observations de symptômes. PROTOCOLE Effectuer les observations suivantes : Nature de l observation Compter le nombre de sujets contaminés Evaluer l importance de la pression parasitaire par rapport à la notation précédente Identifier la maladie vasculaire observée Détermination au Laboratoire Nombre de sujets contaminés En augmentation / Stable / En diminution Espèce (si possible) En cas d observation d une espèce inhabituelle de maladie vasculaire pour une plante-hôte donnée, il peut être envisagé de réaliser la détermination spécifique de la maladie observée après accord de l animateur filière de la région concernée. Selon l organe prélevé, les procédures standards d envoi d échantillon sont les suivantes : Feuilles : Prélever la plante entière pour les plantes molles, les feuilles/bourgeons attachés à leur rameau pour les ligneux. Pour avoir l ensemble des symptômes, prélever autant d échantillons que nécessaire. Pour les plantes entières, secouer les racines pour faire tomber la terre mais ne pas les laver. Branches et rameaux : Prélever jusqu à une dizaine de rameaux de 20 à 40 cm de long provenant de zones en limite de chancre, de zone saine, du cœur du chancre en conservant leur écorce. Tronc : Symptôme sous-cortical : Prélever un morceau de bois de plusieurs cm² incluant la limite de nécrose au ciseau à bois ou à la tronçonneuse. Symptôme sur bois de cœur : Prélever 5-10 carottes en désinfectant la tarrière entre chaque prélèvement. Dans tous les cas : Envelopper chaque échantillon individuellement dans du papier journal/absorbant et placer le tout dans un emballage hermétique. Envoyer immédiatement les échantillons, sinon les envoyer le plus rapidement possible après les avoir conservés au froid (4 C). Remarque. Pour plus de précisions (laboratoires à contacter, procédures d envoi particulières ), consulter l index «Envoi d échantillon pour identification». Fiches des méthodes d observation et de suivi - Maladies Vasculaires 167

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17 Mildiou Fiches des méthodes d observation et de suivi Principaux couples hôtes/parasites Basidiophora entospora / Aster, Callistephus Mildiou des astéracées (Bremia lactucae) / Centaurea, Cineraria, Gaillardia, Helichrysum Plasmopara halstedii / Bidens, Cineraria, Rudbeckia Mildiou de l anémone (Peronospora anemones) / Anemone Mildiou du muflier (Peronospora antirrhini) / Antirrhinum Mildiou du cytise (Peronospora cytisi) / Cytisus, Laburnum Mildiou de l œillet (Peronospora dianthi) / Dianthus Mildiou de la véronique hébé (Peronospora grisea) / Hebe Mildiou du buddleia (Peronospora harioti) / Buddleja Mildiou de la pensée (Peronospora megasperma) / Viola Mildiou de la primevère (Peronospora oerteliana) / Primula Peronospora parasitica / Alyssum, Cheiranthus, Helianthemum, Iberis Mildiou de l hellébore (Peronospora pulveracea) / Helleborus Mildiou du rosier (Peronospora sparsa) / Rosa, Rubus Mildiou du genêt (Peronospora viennoti) / Genista Suivi L unité de suivi, la parcelle, correspond à une combinaison site * espèce végétale. Le suivi est à effectuer de mars à septembre sur plantes herbacées et arbustes. Si possible, réaliser une notation par semaine, le même jour. Les végétaux observés seront les mêmes tout le long du suivi (mettre un repère). Observer 10 plantes par parcelles pour les plantes basses, 5 pour les arbustes. Réparties sur l ensemble de la parcelle, elles seront choisies comme suit : Massifs et bosquets : 4 plantes en bordure de parcelle pour les plantes basses, 2 pour les arbustes, 3 plantes au cœur de la parcelle pour les plantes basses, 2 pour les arbustes, 3 plantes situées entre le bord et le cœur de la parcelle pour les plantes basses, 1 pour les arbustes. Haies et alignements : plantes placées à intervalle régulier. Le suivi consiste à effectuer des observations de symptômes. PROTOCOLE Observer le feuillage des végétaux choisis et relever les informations suivantes : Nature de l observation Noter la présence/absence de symptômes foliaires sur la parcelle Tâches irrégulières jaunâtres visibles sur les 2 faces, souvent bordées d un liseré violacé, limitées par les nervures, présence d un duvet blanc ou grisâtre sur la face inférieure, se dessèchent en vieillissant Identifier le mildiou observé Suivi standard Symptômes présents sur au moins une plante : Saisir «Présence» Symptômes absents de l ensemble de la parcelle depuis le début des notations : Ne pas renseigner la BDD Espèce (si possible) Fiches des méthodes d observation et de suivi - Mildiou 169

18 Robert Wick, University of Massachusetts, Fig 1 : Peronospora antirrhini sur feuilles d Antirrhinum majus Imre Vegn, INRA Fig 2 : Vue en gros plan d une tâche de Bremia lactucae Anne-Sophie Walker, INRA Fig 3 : Mildiou de la vigne (Plasmaspora viticola) sur feuille Crédits : Paul Bachi, University of Kentucky Research and Education Center, Fig 4 : Plasmopara halstedii sur les faces supérieure et inférieure de feuille de coréopsis Crédits : Florida Division of Plant Industry Archive, Florida Department of Agriculture and Consumer Services, Fig 5 : Peronospora sparsa sur feuille de rosier Florida Division of Plant Industry Archive, Florida Department of Agriculture and Consumer Services, Fig 6 : Peronospora sparsa sur folioles de rosier Fiches des méthodes d observation et de suivi - Mildiou Crédits : Florida Division of Plant Industry Archive, Florida Department of Agriculture and Consumer Services, Fig 7 : Chancre à Peronospora sparsa sur rameau de rosier 170

19 Suivi expert A réserver aux parcelles connues pour être contaminées, sur les végétaux les plus sensibles, à savoir : Hebe (véronique arbustive) Rosa (rosier) Primula (primevère) Viola (pensée) Selon l appréciation de l observateur, ce suivi peut également être envisagé pour d autres plantes-hôtes. Le suivi consiste à effectuer des observations de symptômes. PROTOCOLE Pour chaque plante, observer : plantes basses : 2 pousses * 5 feuilles, arbustes : 2 rameaux * 10 feuilles. Effectuer les observations suivantes : Nature de l observation Compter le nombre de feuilles contaminées Pour chaque feuille, évaluer le pourcentage de surface occupé par les symptômes selon les classes suivantes : 1 : < 5 % 2 : 5-25 % 3 : % 4 : > 60 % Noter la présence/absence de chancres sur rameaux ou tiges sur la parcelle Evaluer l importance de la population par rapport à la notation précédente Identifier le mildiou observé Détermination au Laboratoire Nombre de feuilles contaminées Classe la plus représentée Présence / Absence En augmentation / Stable / En diminution Espèce (si possible) En cas d observation d une espèce inhabituelle de mildiou pour une plante-hôte donnée, il peut être envisagé de réaliser la détermination spécifique du mildiou observé après accord de l animateur filière de la région concernée. Selon le type de symptômes, les procédures standards d envoi d échantillon sont les suivantes: Feuilles : Prélever la plante entière pour les plantes molles, les feuilles attachées à leur rameau pour les ligneux. Pour avoir l ensemble des symptômes, prélever autant d échantillons que nécessaire. Pour les plantes entières, secouer les racines pour faire tomber la terre mais ne pas les laver. Chancres Prélever jusqu à une dizaine de rameaux/tiges de 20 à 40 cm de long provenant de zones en limite de chancre, de zone saine, du cœur du chancre en conservant leur écorce. Dans tous les cas : Envelopper chaque échantillon individuellement dans du papier journal/absorbant et placer le tout dans un emballage hermétique. Envoyer immédiatement les échantillons, sinon les envoyer le plus rapidement possible après les avoir conservés au froid (4 C). Remarque. Pour plus de précisions (laboratoires à contacter, procédures d envoi particulières ), consulter l index «Envoi d échantillon pour identification». Fiches des méthodes d observation et de suivi - Mildiou 171

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21 Oïdium Fiches des méthodes d observation et de suivi Principaux Couples Hôtes/Parasites Erysiphe adunca / Populus, Salix Oïdium du chêne (Erysiphe alphitoides) / Aesculus hippocastanum, Castanea, Cotinus, Fagus, Quercus, Wisteria Erysiphe aquilegiae / Aquilegia, Clematis, Delphinium, Ranunculus, Thalictrum Oïdium du largerstroemia (Erysiphe australiana) / Lagerstroemia Oïdium du bégonia (Erysiphe begoniicola) / Begonia Oïdium du catalapa (Erysiphe catalapae) / Catalpa Erysiphe communis / Anemone, Aquilegia, Delphinium, Catalpa, Chrysanthemum, Clematis, Geranium, Filipendula, Lupinus, Lythrum, Papaver, Phlox, Scabiosa Erysiphe cruciferarum / Alyssum, Arabis, Brassica, Papaver Oïdium du fusain (Erysiphe euonymi) / Euonymus Oïdium des céréales (Erysiphe graminis) / Alopecurus, Deschampsia, Festuca, Holcus, Koeleria, Leymus, Molinia, Phalaris, Saccharum, Sesleria, Stipa Oïdium du chévrefeuille (Erysiphe lonicerae) / Lonicera Oïdium du platane (Erysiphe platani) / Platanus Erysiphe polygoni / Acacia, Amelanchier, Azalea, Clematis, Genista, Robinia, Sedum, Syringa Oïdium du viburnum (Erysiphe sparsa) / Viburnum Oïdium du lilas (Erysiphe syringae) / Fraxinus, Ligustrum, Syringa Erysiphe tortilis / Cornus Golovinomyces cichoracearum / Achillea, Antirrhinum, Aquilegia, Aster, Begonia, Callistephus, Chrysanthemum, Cosmos, Dahlia, Delphinium, Hydrangea, Monarda, Phlox, Rudbeckia, Solidago, Viola, Zinnia Golovinomyces orontii / Antirrhinum, Begonia, Calluna, Chrysanthemum, Cyclamen, Erica, Nicotiana, Oxalis, Papaver, Tanacetum, Verbena, Vinca, Viola Leiveillula taurica / Achillea, Anemone, Anthemis, Centaurea, Cytisus, Echinops, Helianthemum, Helichrysum, Papaver, Phlomis, Verbascum Oïdium de l épine-vinette (Microsphaera berberidis) / Berberis, Mahonia Oïdium de l aulne (Microsphaera penicillata) / Alnus, Azalea, Catalpa, Ceanothus, Cornus, Corylus, Euonymus, Fraxinus, Ligustrum, Lonicera, Platanus, Quercus, Rhododendron, Sambucus, Syringa, Viburnum Oïdium de l hortensia (Microsphaera polinica) / Hydrangea Oïdium de l eucalyptus (Oidium eucalypti) / Eucalyptus Oïdium du frêne (Phyllactinia fraxini) / FraxinusPhyllactinia guttata / Acer, Alnus, Amelanchier, Berberis, Carpinus, Carya, Catalpa, Cornus, Corylus, Crataegus, Fagus, Fraxinus, Lonicera, Malus, Mespilus, Ostrya, Pawlonia, Platanus, Pyrus, Quercus, Ribes, Robinia, Philadelphus, Sambucus, Sorbus, Syringa, Viburnum Podosphaera aphanis / Coreopsis, Geranium, Filipendula, Potentilla, Rosa, Rhus, Ribes, Rubus, Sanguisorba, Sorbus, Veronica Podosphaera aphinis / Potentilla Oïdium de l aubépine (Podosphaera clandestina) / Amelanchier, Chaenomeles, Crataegus, Diospyros, Malus, Prunus, Pyracantha, Sorbus, Spiraea Podosphaera fuliginea / Arabis, Aster, Calendula, Digitalis, Doronicum, Erigeron, Helianthemum, Helianthus, Impatiens, Petasites, Phlox, Senecio, Veronica Oidïum du pommier et du poirier (Podosphaera leucotricha) / Chaenomeles, Malus, Photinia, Pyrus, Spiraea Oïdium perforant (Podosphaera pannosa) / Prunus laurocerasus Fiches des méthodes d observation et de suivi - Oïdium 173

22 Plante & Cité, Guérin M. Fig. 1 : Dégâts de Podosphaera pannosa sur feuilles de laurier-cerise Plante & Cité, Guérin M. Fig. 2 : Oïdium sur feuille de charme Plante & Cité, Guérin M. Fig. 3 : Podosphaera pannosa var. rosae sur boutons de rose Plante & Cité, Guérin M. Fig. 4 : Podosphaera pannosa var. rosae sur feuilles de rosier Plante & Cité, Guérin M. Fig. 5 : Arbres à perruque infestée d Erysiphe alphitoides Plante & Cité, Guérin M. Fig. 6 : Erysiphe alphitoides sur feuilles d arbre à perruques Fiches des méthodes d observation et de suivi - Oïdium 174

23 Oïdium du rosier (Podosphaera pannosa var. rosae) / Rosa Podosphaera tridactyla / Prunus Oïdium de l érable (Uncinula aceris) / Acer Suivi L unité de suivi, la parcelle, correspond à une combinaison site * espèce végétale. Le suivi est à effectuer de mars à juillet sur tous types de végétaux hors conifères. Si possible, réaliser une notation par semaine, le même jour. Les végétaux observés seront les mêmes tout le long du suivi (mettre un repère). Observer 10 plantes par parcelle pour les plantes basses, 5 pour les arbres et arbustes. Réparties sur l ensemble de la parcelle, elles seront choisies comme suit : Massifs et bosquets : 4 plantes en bordure de parcelle pour les plantes basses, 2 pour les arbres et arbustes, 3 plantes au cœur de la parcelle pour les plantes basses, 2 pour les arbres et arbustes, 3 plantes situées entre le bord et le cœur de la parcelle pour les plantes basses, 1 pour les arbres et arbustes. Haies et alignements : plantes placées à intervalle régulier. Le suivi consiste à effectuer des observations de mycélium. PROTOCOLE Observer le feuillage des végétaux choisis et relever les informations suivantes : Nature de l observation Noter la présence/absence de mycélium sur la parcelle Feutrage blanchâtre à grisâtre d aspect poudreux à duveteux Associé à un brunissement du feuillage naissant sous le mycélium Identifier l oïdium observé Suivi standard Mycélium présent sur au moins une plante : Saisir «Présence» Mycélium absents de l ensemble de la parcelle depuis le début des notations : Ne pas renseigner la BDD Espèce (si possible) Suivi expert A réserver aux parcelles connues pour être contaminées, sur les végétaux les plus sensibles, à savoir : Acer (érable) à feuillage pourpre en particulier Euonymus (fusain) Cotinus (arbre à perruques) à feuillage pourpre en particulier Rosa (rosier) Prunus laurocerasus (laurier-cerise) Quercus (chêne) Chrysanthemum (chrysanthème) Mahonia (mahonia) Lagerstroemia (lilas des Indes) Aster (aster) Selon l appréciation de l observateur, ce suivi peut également être envisagé pour d autres plantes-hôtes. Le suivi consiste à effectuer des observations de mycélium. PROTOCOLE Pour chaque plante, observer : plantes basses : 2 pousses * 5 feuilles, arbres et arbustes : 2 rameaux * 10 feuilles. Effectuer les observations suivantes : Nature de l observation Compter le nombre de feuilles contaminées Nombre de feuilles contaminées Fiches des méthodes d observation et de suivi - Oïdium 175

24 Plante & Cité, Guérin M. Fig. 8 : Oïdium sur feuille de platane Plante & Cité, Guérin M. Fig. 7 : Oïdium sur feuilles de dahlia Plante & Cité, Guérin M. Plante & Cité, Guérin M. FIg; 9 : Oïdium sur feuilles de platane Fig. 10 : Oïdium sur feuille de chêne Plante & Cité, Guérin M. Fig. 11 : Oïdium sur feuille de lilas Plante & Cité, Guérin M. Fig. 12 : Erysiphe australiana sur boutons floraux de lilas des Indes Plante & Cité, Guérin M. Fig. 13 : Erysiphe australiana sur inflorescence de lilas des Indes Plante & Cité, Guérin M. Fig. 14 : Erysiphe euonymi sur feuilles de Euonymus japonicus Plante & Cité, Guérin M. Fig. 15 : Erysiphe euonymi sur feuilles de Euonymus japonicus Fiches des méthodes d observation et de suivi - Oïdium 176

25 Nature de l observation Pour chaque feuille, évaluer le pourcentage de surface occupé par le mycélium selon les classes suivantes : 1 : < 5 % 2 : 5-25 % 3 : % 4 : > 60 % Evaluer l importance de la pression parasitaire par rapport à la notation précédente Identifier l oïdium observé Classe la plus représentée En augmentation / Stable /En diminution Espèce (si possible) Détermination au Laboratoire En cas d observation d une espèce inhabituelle d oïdium pour une plante-hôte donnée, il peut être envisagé de réaliser la détermination spécifique de l oïdium observé après accord de l animateur-filière de la région concernée. Les procédures standards d envoi d échantillon sont les suivantes : Prélever la plante entière pour les plantes molles, les feuilles/fleurs/bourgeons attachés à leur rameau pour les ligneux. Pour avoir l ensemble des symptômes, prélever autant d échantillons que nécessaire. Pour les plantes entières, secouer les racines pour faire tomber la terre mais ne pas les laver. Envelopper chaque échantillon individuellement dans du papier journal/absorbant et placer le tout dans un emballage hermétique. Envoyer immédiatement les échantillons, le cas échéant les envoyer le plus rapidement possible après les avoir conservés au froid (4 C). Remarque. Pour plus de précisions (laboratoires à contacter, procédures d envoi particulières ), consulter l index «Envoi d échantillon pour identification». Fiches des méthodes d observation et de suivi - Oïdium 177

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27 Phytophthora Fiches des méthodes d observation et de suivi Principaux Couples Hôtes/Parasites Phytophthora de l aulne (Phytophthora alni) / Alnus Pourriture du collet (Phytophthora cactorum) / Abies, Acer, Aesculus, Antirrhinum, Azalea, Berberis, Cactées, Castanea, Ceanothus, Citrus, Cornus, Cotoneaster, Daphne, Erica, Escallonia, Fagus, Forsythia, Juglans, Lilium, Malus, Mespilus, Paeonia, Picea, Pinus, Prunus, Pyrus, Quercus, Rhododendron, Ribes, Robinia, Syringa, Tulipa * Encre du châtaignier (Phytophthora cambivora) / Acer, Castanea, Fagus, Juglans, Lupinus, Quercus * Encre du chêne rouge d Amérique (Phytophthora cinnamomi) / Abies, Araucaria, Arbutus, Azalea, Berberis, Buxus, Calluna, Camellia, Castanea, Cedrus, Chamaecyparis, Cineraria, Cotoneaster, Cryptomeria, Cupressus, Erica, Eucalyptus, Juglans, Juniperus, Lavandula, Pieris, Pinus, Quercus, Rhododendron, Taxus, Thuja, Viburnum Encre (Phytophthora citricola) / Alnus, Azalea, Calluna, Choisya, Chamaecyparis, Citrus, Erica, Fagus, Rhododendron Phytophothora citrophthora / Citrus Phytophthora drechsleri / Forsythia, Chamaecyparis * Phytophthora lateralis / Chamaecyparis Phytophthora nicotianae / Acacia, Buxus, Choisya, Citrus, Dianthus, Gypsophila, Lantana, Lilium, Mespilus, Vinca * Mort subite du chêne (Phytophthora ramorum) / Abies, Acer, Aesculus, Arbutus, Calluna, Camellia, Castanea, Fagus, Larix, Lonicera, Magnolia, Nothofagus, Osmanthus, Parrotia, Photinia, Pieris, Pseudotsuga, Quercus, Rhamnus, Rhododendron, Rosa, Sequoia, Syringa, Taxus, Viburnum * Dépérissement du framboisier (Phytophthora rubi) / Rubus Suivi L unité de suivi, la parcelle, correspond à une combinaison site * espèce végétale. Le suivi est à effectuer de février à octobre sur tous types de végétaux. Si possible, réaliser une notation par semaine, le même jour. Les végétaux observés seront les mêmes tout le long du suivi (mettre un repère). Observer 10 plantes par parcelle. Réparties sur l ensemble de la parcelle, elles seront choisies comme suit : Massifs et bosquets : 4 plantes en bordure de la parcelle, 3 plantes au cœur de la parcelle, 3 plantes situées entre le bord et le cœur de la parcelle. Haies et alignements : plantes placées à intervalle régulier. Suivi standard Le suivi consiste à effectuer des observations de symptômes. PROTOCOLE Observer le collet et le système racinaire des végétaux choisis et relever les informations suivantes : Nature de l observation Noter la présence / absence de symptômes sur la parcelle - Collet : chancre duquel coule de la gomme ou un suintement d aspect goudronneux («encre»), nécrose, crevasse, en coupe pourriture des tissus conducteurs périphériques - Système racinaire : pourriture brun-rougeâtre à noire se prolongeant dans le collet Symptômes présents sur au moins une plante : Saisir «Présence» Fiches des méthodes d observation et de suivi - Phytophthora 179

28 Xavier Capdevielle, INRA Donald Owen, California Department of Forestry and Fire Protection, John Hartman, University of Kentucky, Xavier Capdevielle, INRA Fig 1 : Dégâts de P.cinnamomi sur collet de Quercus rubra Fig 2 : Dégâts sous-corticaux de P.cinnamomi sur chêne rouge Fig 3: Dégâts sur collet de Chamaecyparis lawsoniana de P. lateralis Paul Bachi, University of Kentucky Research and Education Center, Fig 4 : Pied de pivoine dépérissant suite à une contamination par P.cactorum Fig 5 : Dégâts sur écorce de hêtre de P. cactorum Pascal Frey, INRA Fig 6 : Dégâts sur écorce d aulne de P. alni FREDON Pays de la Loire Paul Bachi, University of Kentucky Research and Education Center, Fig 8 : Dégâts foliaires de P. cactorum sur pivoine Thomas Jung, Fig 9 : Dégâts racinaires dûs à P. alni sur jeune sujet d Alnus glutinosa Pascal Frey, INRA Fig 10 : Dégâts souscorticaux de P. alni sur collet d Alnus incana Joseph O Brien, USDA Forest Service, Fig 7 : Pourritures racinaires et du collet à P. cactorum sur Prunus lusitanica FREDON Pays de la Loire Fig 11 : Pourritures à P. cactorum sur Prunus lusitanica Fig 12 : Encre dûe à P. ramorum sur écorce de Quercus agrifolia Joseph O Brien, USDA Forest Service, Andrej Kunca, National Forest Centre - Slovakia, Fig 13 : Fagus sylvatica contaminé par P. cambivora Andrej Kunca, National Forest Centre - Slovakia, Andrej Kunca, National Forest Centre - Slovakia, Fig 14 : Dégâts sur écorce et sous-corticaux de P.cambivora sur collet de Fagus sylvatica Andrej Kunca, National Forest Centre - Slovakia, Fig 15 : Dégâts de P. ramorum sur écorce de Lithocarpus densiflorus Joseph O Brien, USDA Forest Service, Fig 16 : Dégâts de P.cambivora sur feuille de chêne Fig 17 : Dégât sur collet de Fagus sylvatica dûs à P. cambivora Fig 18 : Dégâts de P.ramorum sur feuilles de rhododendron Fiches des méthodes d observation et de suivi - Phytophthora 180

29 Nature de l observation Noter la présence / absence de symptômes sur la parcelle Associé à :o - Feuillage et pousses : jaunissement, brunissement, dessèchement, flétrissement, repliement - Rameaux : nécroses, plages sombres Identifier le phytophtora observé Symptômes absents de l ensemble de la parcelle depuis le début des notations : Ne pas renseigner la BDD Espèce (si possible) Suivi expert A réserver aux parcelles connues pour être contaminées, sur les végétaux les plus sensibles, à savoir : Alnus (aulne) Chamaecyparis (cyprès de Lawson) Quercus (chêne) Calluna (callune) Castanea (châtaignier) Citrus (citronnier, oranger et mandarinier) Choisya (oranger du Mexique) Rhododendron (rhododendron) Viburnum (viorne) Selon l appréciation de l observateur, ce suivi peut également être envisagé pour d autres plantes-hôtes. Le suivi consiste à effectuer des observations de symptômes. PROTOCOLE Effectuer les observations suivantes : Nature de l observation Compter le nombre de sujets contaminés Evaluer l importance de la pression parasitaire par rapport à la notation précédente Identifier le phytophtora observé Détermination au Laboratoire Nombre de sujets contaminés En augmentation / Stable / En diminution Espèce (si possible) En cas d observation d une espèce inhabituelle de phytophthora pour une plante-hôte donnée, il peut être envisagé de réaliser la détermination spécifique du phytophtora observé après accord de l animateur filière de la région concernée. Selon le type de symptômes, les procédures standards d envoi d échantillon sont les suivantes: Feuilles : Prélever les feuilles attachées à leur rameau. Pour avoir l ensemble des symptômes, prélever autant d échantillons que nécessaire. Collet : Prélever un morceau de bois de plusieurs cm² incluant la limite de nécrose/chancre au ciseau à bois ou à la tronçonneuse. Racines : Prélever le maximum de racines de toutes tailles dont certaines portent des zones limites tissus sains/tissus nécrosés Dans tous les cas : Envelopper chaque échantillon individuellement dans du papier journal/absorbant et placer le tout dans un emballage hermétique. Envoyer immédiatement les échantillons, sinon les envoyer le plus rapidement possible après les avoir conservés au froid (4 C). Remarque. Pour plus de précisions (laboratoires à contacter, procédures d envoi particulières ), consulter l index «Envoi d échantillon pour identification». Fiches des méthodes d observation et de suivi - Phytophthora 181

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31 Pourriture Grise Fiches des méthodes d observation et de suivi Principaux couples hôtes/parasites Pourriture grise des plantes ornementales (Botrytis cinerea) / Amaryllis, Anemone, Antirrhinum, Asparagus, Aster, Aucuba, Araucaria, Azalea, Begonia, Calendula, Callistephus, Camellia, Campanula, Cedrus, Chrysanthemum, Cineraria, Clematis, Coleus, Convallaria, Cupressus, Cyclamen, Dahlia, Dianthus, Eucalyptus, Euonymus, Fagus, Ficus, Fougères, Freesia, Fuchsia, Geranium, Gerbera, Ginkgo, Gladiolus, Gypsophila, Hebe, Helleborus, Hosta, Hyacinthus, Hydrangea, Impatiens, Iris, Lantana, Lavandula, Lobelia, Lonicera, Lupinus, Malus, Matthiola, Myosotis, Narcissus, Osteospermum, Paonia, Pelargonium, Petunia, Phlox, Pieris, Pinus, Picea, Primula, Pseudotsuga, Ranunculus, Rhododendron, Rosa, Sequoia, Sequoiadendron, Sophora, Syringa, Tagetes, Tamaris, Verbena, Viburnum, Viola, Zinnia Pourriture grise du glaïeul (Botrytis draytonii) / Gladiolus Pourriture grise du lis (Botrytis elliptica) / Lilium Pourriture grise du narcisse (Botrytis narcissicola) / Narcissus Pourriture grise de la pivoine et du muguet (Botrytis paeoniae) / Convallaria, Paeonia Feu de la tulipe (Botrytis tulipae) / Tulipa Suivi L unité de suivi, la parcelle, correspond à une combinaison site * espèce végétale. Le suivi est à effectuer de mars à septembre sur tous types de végétaux. Si possible, réaliser une notation par semaine, le même jour. Les végétaux observés seront les mêmes tout le long du suivi (mettre un repère). Observer 10 plantes par parcelle pour les plantes basses, 5 pour les arbres et arbustes. Réparties sur l ensemble de la parcelle, elles seront choisies comme suit : Massifs et bosquets : 4 plantes en bordure de parcelle pour les plantes basses, 2 pour les arbres et arbustes, 3 plantes au cœur de la parcelle pour les plantes basses, 2 pour les arbres et arbustes, 3 plantes situées entre le bord et le cœur de la parcelle pour les plantes basses, 1 pour les arbres et arbustes. Haies et alignements : plantes placées à intervalle régulier. Le suivi consiste à effectuer des observations de symptômes. PROTOCOLE Observer le feuillage des végétaux choisis et relever les informations suivantes : Nature de l observation Noter la présence/absence de symptômes sur la parcelle Feuille : nécrose ou pourriture naissant au bord du limbe puis progressant vers les nervures, portant parfois un pourtour rougeâtre, se recouvrant d un feutrage brun-gris, flétrissement Associé à : - Fleurs : avortement, pourriture, dessèchement - Tiges et rameaux : nécroses, pourriture, chancres - Bulbe et base de la hampe florale : pourriture - Plantule et jeunes plantes : fonte des semis Là aussi, les pourritures se recouvrent d un feutrage brun-gris Identifier la pourriture grise observée Suivi standard Symptômes présents sur au moins une plante : Saisir «Présence» Symptômes absents de l ensemble de la parcelle depuis le début des notations : Ne pas renseigner la BDD Espèce (si possible) Fiches des méthodes d observation et de suivi - Pourriture Grise 183