Dispositif Interrégional en Imagerie Cellulaire. Formations proposées dans le cadre de l ED-ES Université de Bourgogne/Franche Comté

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1 Formations proposées dans le cadre de l ED-ES Université de Bourgogne/Franche Comté

2 Formation en imagerie : 7 formations complémentaires Cytométrie conventionnelle Spectroscopie résolue en temps FLIM FRET en cytométrie et microscopie en Imagerie Cellulaire biphotonique confocale s électroniques

3 Cytométrie générale Contenu théorique : les bases de la cytométrie et les applications générales dans les sciences du vivant Contenu pratique : exemple d application sur un modèle au choix des étudiants (cellules animales, végétales ou microbiologique, apoptose, toxicité ) Nombre de participants limité : 4 étudiants en biomédical, 4 étudiants en agroalimentaire Dates : Avril 2014, formation sur 2 jours Lieu : Plateforme de Cytométrie Fédération de Recherche Santé STIC Faculté de Médecine 2ème étage, porte 236 Anabelle SEQUEIRA-LEGRAND

4 optique conventionnelle Le microscope : la résolution, les objectifs, le condenseur, aberrations et corrections Les contrastes physiques : fond noir, modulation d Hoffman, contraste de phase, DIC La fluorescence : les bases, les filtres, les spectres Cours théorique : 2 heures Cours pratique : 2 heures Lieu : UFR Médecine, Dijon Dates : Mars 2014 André BOUCHOT

5 FRET en microscopie et en cytométrie Le FRET sert à montrer la proximité entre deux fluorochromes (et donc deux protéines par exemple) Conception d une expérience en microscopie conventionnelle et en cytométrie, et analyse du résultat Cours théorique : 2 heures Cours pratique : une demie journée en cytométrie une demie journée en microscopie Lieu : UFR Médecine, Dijon Dates : Avril 2014 Anabelle SEQUEIRA-LEGRAND André BOUCHOT

6 Confocale à Balayage Laser Module spécifique Dijon Les FRAP et F-techniques Applications Théorie microscopie photonique principe confocal Module spécifique Immunofluorescence Applications Leica SP2 Choix des sondes Analyse dynamique (FRAP) Amplification et localisation de transcrits par imagerie (RT PCR in situ) Photoblanchiment Temps Logiciel ImageJ et Volocity Présentation de chaque équipement et ses spécificités Pratique TP Préparation d échantillons Acquisition d images Traitement et analyses d images Olympus FV1000 Protocoles adaptés Immunofluorescence Co-localisation Logiciel Olympus

7 Confocale à Balayage Laser Module spécifique Dijon Organisation Cours théorique : 1h30 Cours pratique/démo : 4h Lieu : INRA Dijon bâtiment Dommergues, Centre de INRA/uB Chaque module est limité à 8-10 étudiants Module spécifique Organisation Cours théorique : 1h30 Cours pratique/démo : 6h Lieu : Bâtiment IBCT 20 rue Françoise Dolto, Date : février 2014 (jour à préciser) Renseignements Date : Mars 2014 (jour à préciser) Renseignements Christine ARNOULD Elodie NOIROT Sophie LAUNAY

8 électronique à transmission électronique à balayage Théorie (2h) : TD sur images. Exemples d applications + visite Pratique (4h) : les différentes étapes de préparations des échantillons MET (cryo-méthodes, réalisations de colorations «négatives» sur grilles et sur coupes de tissus ) MEB (déshydratation par la méthode du «Point critique», métallisation OR/Palladium ou carbone) Observation au MET et MEB avec manipulation de l équipement et exploitation des images par les stagiaires Ce module est limité à 8 personnes Organisation Lieu : INRA Dijon bâtiment Dommergues, Centre de INRA/uB Date : Automne 2014 (jour à préciser) Renseignements Jeannine LHERMINIER Aline BONNOTTE

9 biphotonique Cours théorique (1h) : bases d utilisation du microscope Cours pratique (5h) : - manipulations et réglages - choix des paramètres d acquisition - détermination de la résolution x,y et z - reconstruction 3D à partir d une pile d images en «z» (logiciel NIS) et mosaïque - imagerie rapide (selon échantillons apportés par les étudiants) Organisation Lieu : Agrosup Dijon Nord, Plateau de microscopie Date : mars-mai 2014 (jour à préciser) Groupe maximum de 5 personnes Renseignements Pascale WINCKLER

10 Spectroscopie résolue en temps FLIM Cours théorique (1h) Lifetime scale 1ns 2ns Cours pratique (5h) Utilisation du microscope confocal avec le système d acquisition du FLIM (manipulations et réglages) Choix des paramètres d acquisition Observations sur différents échantillons Traitement et analyse des données (logiciels Symphotime et TRI2) Il est fortement conseillé d avoir des notions de microscopie confocale avant de suivre ce Image de durée de vie (FLIM) module Organisation Lieu : Agrosup Dijon Nord, Plateau de microscopie Date : mars-mai 2014 (jour à préciser) Groupe maximum de 5 personnes Image de fluorescence Renseignements Pascale WINCKLER

11 Cytométrie conventionnelle Spectroscopie résolue en temps FLIM FRET en cytométrie et microscopie en Imagerie Cellulaire biphotonique confocale s électroniques Inscriptions auprès de de l ED : Corinne Aquilina Rédiger une lettre de motivation signée par le directeur du laboratoire (après inscription, présence obligatoire) Nombre de participants très limité

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