RAPPORT DE STAGE. Caractérisation des dérivés du diméthyldihydropyrène. Université Joseph Fourier Département Licence Science et Technologies

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1 Université Joseph Fourier Département Licence Science et Technologies RAPPORT DE STAGE Caractérisation des dérivés du diméthyldihydropyrène HERMANT Clara Laboratoire d accueil : Département de Chimie Moléculaire Directeur du laboratoire : Serge Cosnier Responsable du stage : Saioa Cobo Licence Sciences et Technologies 1 ère année Chimie-Biologie International Année Universitaire

2 SOMMAIRE Remerciements...2 Présentation du laboratoire d accueil..3 Présentation du sujet et motivations...4 I) Principes et protocoles des méthodes utilisées 5 1) Synthèse et isomérisation 5 2) Caractérisation des composés : analyses spectrophotométriques...7 3) Manipulations sur l ADN...8 II) Résultats et discussions 10 1) Synthèse et caractérisation 10 2) Isomérisation et caractérisation.13 3) Electrophorèse sur gel d agarose..16 III) Conclusion..18 IV) Activités annexes complémentaires : analyses physicochimiques ) Cinétique de la relaxation thermique 19 2) Analyse électrochimique ) Analyse photo-physique 20 V) Bibliographie

3 Remerciements Tout d abord, je tiens à remercier Monsieur Serge Cosnier, le directeur du laboratoire, de m avoir acceptée en tant que stagiaire au DCM pendant un mois, ainsi que Monsieur Eric Saint- Aman de m avoir intégrée à son équipe de recherche durant cette même période. Ensuite, évidemment un tout grand merci au Dr. Saioa Cobo, pour m avoir encadrée durant ces quatre semaines, de m avoir présenté, enseigné et fait découvrir un maximum de choses sur les techniques, les outils et les aléas de la recherche. Je lui suis très reconnaissante d avoir eu la patience de travailler avec une stagiaire L1 malgré le manque d expérience et de connaissances. Je remercie aussi le professeur Guy Royal qui est intervenu dans mon stage à plusieurs reprises et m a enseigné beaucoup de choses. Merci d avoir cru en moi et d avoir tenté et réussi, le plus souvent, à me faire comprendre des concepts et des théories compliqués mais plus qu intéressants. Je rajoute un merci à eux deux pour le programme qu ils m ont proposé, et pour l effort qu ils ont fait de tenir compte de mon parcours et des cours des années à venir. Merci de m avoir fait toucher à beaucoup de facettes de la chimie et d avoir fait de ce stage une expérience enrichissante pour mon avenir. Merci à tous les membres de l équipe pour leur accueil, leur bonne humeur et leur dynamisme. J ai été extrêmement séduite par cet environnement de recherche où la jeunesse est mise en avant, environnement dynamique, qui échange et partage. Pour finir, merci au Dr. Damien Jouvenot de m avoir mise en contact avec Saioa Cobo et de m avoir permis de vivre cette expérience, mais aussi à l UJF de m avoir offert l opportunité d effectuer un stage que je n hésiterai pas à refaire si j en ai encore l occasion. 2

4 Présentation du laboratoire d accueil C est au département de Chimie Moléculaire (DCM) que j ai décidé de réaliser mon stage d excellence. Le DCM est une unité mixte de recherche associant le CNRS et l université Joseph Fourier, il est situé sur le campus de Saint Martin d Hères. Cette unité a été créée en 2007 par le regroupement de deux unités de recherche, le LEDSS (laboratoire d études dynamiques et structurales de la sélectivité) et le LEOPR (laboratoire d électrochimie organique et de photochimie redox). Elle mobilise aujourd hui 150 personnes autour de deux axes de recherche principaux qui sont d une part la chimie pour la santé et de l autre, la chimie pour les nanosciences. Ces personnes sont réparties en 5 groupes de recherche établis autour des thématiques centrales différentes. Pour ma part, j ai travaillé au sein de l équipe de Chimie Inorganique et Redox (CIRE) laquelle est dirigée par Eric SAINT- AMAN et qui a vu le jour en 2007 grâce à Alain Deronzier, Jean-Claude Moutet et Jean Louis Pierre. Cette équipe s intéresse particulièrement aux domaines de l électrochimie moléculaire et de la photochimie redox. Figure 1 : Organisation du Département de Chimie Moléculaire Le DCM dispose d équipements de pointe tels que des dispositifs de spectroscopie RMN, spectroscopie de masse ou encore de cristallographie et est impliqué dans des programmes régionaux, nationaux et internationaux en partenariat avec des laboratoires universitaires et industriels. 3

5 Présentation du sujet de stage et motivations Etant étudiante en chimie-biologie, je suis particulièrement intéressée par la chimie et la biochimie. Par l intermédiaire de l opportunité offerte par L UJF qui n est autre que le stage d excellence, j espérais pouvoir découvrir la recherche dans l un de ces deux domaines. J ai été conseillée, par mon enseignant Damien Jouvenot, de contacter Saioa Cobo et Guy Royal si je voulais effectuer un stage de qualité. Il ne m a pas trompée, le programme de recherche qu ils m ont présenté répondait parfaitement à ce qui peut m intéresser le plus. En effet, le travail que ces deux chercheurs effectuent porte sur des espèces chimiques dites photochromes. Une espèce photochrome est capable d effectuer une transformation réversible entre deux formes par l absorption d un rayonnement électromagnétique [1]. Dans le cas précis du projet auquel j ai participé, il s agit du système photochrome diméthyldihydropyrène (DHP) /cyclophanediène (CPD) : Figure 2 : système photochrome DHP/CPD Le DHP correspond à la forme dite «fermée» s isomérise pour former le CPD (ou forme «ouverte») sous irradiation lumineuse par ouverture de la liaison C-C centrale. D autre part, il s avère que la photoactivation de complexes métalliques anticancéreux est un sujet de recherche important pour le moment. Au départ, cette chimiothérapie de photoactivation est basée sur une réaction sur le centre métallique du complexe. Or, l évolution des recherches montre que la photoactivation du ligand lui-même peut aussi avoir des fins médicales. Ces molécules particulières du fait de leur capacité à changer grâce à un stimulus extérieur peuvent interagir avec l ADN, voire même révéler des propriétés cytotoxiques (la cytotoxicité étant la capacité d un agent chimique à être toxique à des cellules, éventuellement jusqu à les détruire) [2]. En effet, la forme fermée du complexe peut s intercaler par le biais de ponts intra ou inter-brins guanine-guanine induisant une modification de la structure tridimensionnelle du double brin. La rupture de la liaison C-C interne du ligand (ce qui correspond à l ouverture du DHP) suite à l irradiation visible peut entrainer la fixation de deux 4

6 oxygènes. Par relaxation thermique, l oxygène singulet s échappe, pouvant entraîner une rupture de l ADN. C est pourquoi, le but des expériences réalisées durant ce stage est de déterminer l affinité avec l ADN d un complexe de Platine qu il sera nécessaire de synthétiser. Ce complexe de platine ayant, entre autres, pour ligand une molécule possédant des propriétés photochromes à savoir : le DHP. La synthèse puis des manipulations avec de l ADN permettront de constater s il existe ou non cette affinité dans le cas de notre complexe et plus précisément si l irradiation du composé permet la libération d oxygènes singulets et une éventuelle rupture de l ADN. L intérêt par la suite, serait de pouvoir utiliser une molécule non toxique et déclencher sa toxicité par irradiation pour pouvoir traiter le cancer en limitant les effets secondaires. I) Principes et protocoles des méthodes utilisées 1) Synthèse et isomérisation La première étape de la recherche était de synthétiser un complexe possédant pour ligand le DHP. Nous avons décidé, en nous appuyant sur des articles d expériences du même type déjà menées de partir d un complexe de platine : cis-[pt(dmso)2cl2]. Synthèse du cis-[pt(dmso)2cl2] [3] K2PtCl4 + 2DMSO cis-[ptcl2(dmso)2] Pour se faire il nous a fallu : - Ajouter 5mL d eau au K2PtCl4, filtrer sur coton puis ajouter du DMSO. Laisser cristalliser toute une nuit. - Filtrer les cristaux jaunes, puis les laver avec de l eau, de l éthanol et enfin de l éther. Sécher ensuite sous vide pendant 3 à 4 heures. 5

7 Synthèse du [Pt(DMSO)Cl2]2 + DHP-Py2 [2] Schéma 1 : Synthèse du [Pt(DMSO)Cl 2] 2 + DHP-Py 2 - Ajouter 2,5 ml de méthanol à 2 équivalents de cis-[pt(dmso)2cl2]. Mettre à reflux jusqu à dissolution complète du complexe. Le chauffage à reflux permet d accélérer voire même de rendre possible une réaction. Le montage permet d éviter toute perte de solvant grâce au réfrigérant à l intérieur duquel les vapeurs se condensent pour retomber dans le milieu de réaction. - Filtrer sur coton puis ajouter 1 équivalent de DHPpy2, maintenir le mélange à température ambiante, sous agitation dans le noir pendant 1 nuit. - Filtrer sous vide puis laver au méthanol, sécher sous vide. Le composé obtenu si la manipulation se déroule dans les bonnes conditions doit être le suivant : Schéma 2 : structure du [Pt(DMSO)Cl 2] 2 + DHP-Py 2 L irradiation par la lumière visible doit permettre l ouverture de la liaison C-C centrale, cette étape s appelle l isomérisation. Les deux composés, ouvert et fermé, doivent avoir des propriétés différentes et notamment, une absorption différente (qui est révélée par une couleur différente du composé). 6

8 Cette isomérisation est différente en présence d oxygène ou non. Suite à la cassure de la liaison C-C, l oxygène présent dans l air peut venir se fixer sur un des deux carbones concernés. Pour pouvoir constater de cette différence il est donc nécessaire d effectuer une isomérisation sans oxygène : il faut donc réaliser une solution dans un cuve imperméable en boîte à gants puis de la sortir pour l irradier sans aucun contact avec l oxygène. La boîte à gants est un dispositif dont le DCM dispose, c est une boîte étanche qui permet de réaliser des manipulations dans une atmosphère particulière. Elle permet de travailler sous vide, sous argon ou encore sous azote. Schéma 3 : Voies d isomérisation avec ou sans oxygène 2) Caractérisation des composés : analyses spectrophotométriques La synthèse de composés nécessite impérativement une caractérisation par différents moyens : il faut s assurer que la réaction s est bien déroulée et qu il s agit bien du composant attendu. Pour ce faire il existe différents moyens dont le DCM dispose. - Spectroscopie RMN La spectroscopie de Résonnance Magnétique Nucléaire (RMN) est une technique qui exploite les propriétés magnétiques de certains des noyaux atomiques des molécules à analyser. Les plus utilisées pour la détermination de structures chimiques sont RMN du proton et du carbone. Cette méthode est très fréquemment utilisée pour avoir une première idée plutôt précise du composé obtenu. 7

9 - Spectrométrie de masse La spectrométrie de masse est une méthode qui permet de mesurer la masse molaire et la structure d un composé. La molécule est ionisée, ce qui provoque sa fragmentation. Chaque ion formé est caractérisé par son rapport masse/charge (m/z). L appareil est donc capable de détecter et de caractériser ces particules ioniques donnant ainsi la masse moléculaire complète de la molécule d intérêt. - Spectroscopie ultraviolet-visible (UV-visible) Cette méthode réside simplement dans l exposition de la molécule à des photons dont les longueurs d ondes sont dans le domaine de l UV, du visible et du proche infrarouge. Le spectre donne l évolution de l absorption en fonction de la longueur d onde. Cette méthode permet de confirmer la présence d un composé car celui possède une absorption caractéristique, mais dans notre cas elle est surtout nécessaire pour suivre l ouverture de notre composé (le passage du DHP au CPD) suite à une irradiation par une lumière visible. Le DHP et le CPD n ayant pas le même spectre d absorption, le suivi UV lors de l irradiation permet d avoir connaissance de l évolution de l ouverture et de sa vitesse. 3) Manipulations sur l ADN A partir du moment où le composé est synthétisé et complètement caractérisé, des manipulations d étude de son comportement avec l ADN peuvent commencer. Pour cela, il faut incuber le complexe avec des fragments d ADN circulaires (plasmides). Pour pouvoir analyser de manière la plus précise le comportement du complexe, il faut utiliser une vaste échelle de concentrations. - Préparer les solutions de plasmide A et B A : tampon tris+plasmide ; B : tampons tris+plasmide+nan3 (=piégeur d oxygène) - Préparer les dilutions des solutions de [Pt(DMSO)Cl2]2 + DHPpy2 + dans du DMF. On teste trois échantillons : le complexe avec ligand fermé, ouvert sans oxygène et ouvert avec oxygène. - Placer 2µL de complexe et 18µL de plasmide et laisser incuber plus ou moins 3h à 0 (pour empêcher le retour) ou 37 (température physiologique) 8

10 - Préparer le gel : 1,6g d agarose en poudre +tampon (TBE) + H2O. Chauffer pour dissoudre la poudre, puis laisser refroidir pour que le gel polymérise - Ajouter un tampon de charge aux échantillons (le tampon de charge permet l ancrage de la solution dans les puits formés dans le gel du fait de sa forte densité) et laisser migrer environ 3h à une tension de 70V L ADN contient un groupe phosphate avec une charge négative à PH physiologique. Les échantillons sont répartis dans des puits tracés dans le gel d agarose. Sous l effet d un champ électrique, les échantillons migrent vers l électrode chargée positivement, en fonction de la masse des particules et de leur forme. Ainsi, si le complexe s insère ou fragmente l ADN, on observera une modification dans la migration. S il y a uniquement insertion par pontage des guanines, la migration est ralentie car la structure du double brin est modifiée. Dans le cas de fragmentation du brin, la migration est segmentée en une multiplication de raies. - Révélation avec du bromure d éthidium (celui-ci est couramment utilisé pour ce genre de manipulation car c est un agent d intercalation utilisé comme marqueur d acides nucléiques) Exposé ensuite à des rayonnements ultra-violets, il devient fluorescent 9

11 II) Résultats et discussions 1) Synthèse et caractérisation On a obtenu une rendement de 84% sur la synthèse cis-[pt(dmso)2cl2] (produit de départ), et un rendement de 56% sur la synthèse de notre composé d intérêt qui est le suivant: Solvant : CDCl 3 (7,26ppm) - RMN protons, Figure 3 : spectre RMN du proton du complexe [Pt(DMSO)Cl 2] 2 + DHP-Py 2 enregistré dans CDCl 3 à 500MHz Le graphique obtenu est très propre et permet une première reconnaissance de certains groupes de protons du composé. - Le singulet qui intègre à 18 protons correspond aux deux tert-butyls qui sont équivalents du fait de la symétrie de la molécule et sont chacun composés de 9 proton 10

12 - Le singulet qui intègre à 6 protons correspond aux deux méthyls internes qui sont aussi équivalents du fait de la symétrie de la molécule et chacun composés de 3 protons - Le singulet qui intègre à 12 protons correspond aux quatre méthyl équivalents du DMSO - Il reste donc 5 pics, deux doublets intégrant à 4 protons qui correspondent aux pyridines, et trois singulets intégrant à 2 protons qui correspondent aux protons du cycle aromatique. Il n est pas possible d attribuer les pics aux protons seulement avec ce graphique. Nous avons donc fait une COSY et une NOESY pour pouvoir attribuer avec certitude tous les protons de la molécule à un pic du spectre RMN Figure 4 : COSY du complexe [Pt(DMSO)Cl 2] 2 + DHP-Py 2 enregistré dans CDCl 3 à 500MHz On observe sur ce graphique la corrélation entre protons voisins. Les deux doublets sont corrélés, il s agit donc bien des 8 protons des pyridines puisque sont présents deux doublet intégrant chacun à 4 protons. 11

13 Figure 5 : NOESY du complexe [Pt(DMSO)Cl 2] 2 + DHP-Py 2 enregistré dans CDCl 3 à 500MHz Ce graphique expose la corrélation entre protons qui ne sont pas voisins : elle permet de déterminer quel signal correspond à quels protons des cycles aromatiques du DHP. Ainsi, chaque signal correspond à un proton présent sur la molécule et le spectre est propre. - RMN carbones Figure 6 : RMN du carbone du complexe [Pt(DMSO)Cl 2] 2 + DHP-Py 2 enregistré dans CDCl 3 à 500MHz 12

14 De la même façon que pour les protons, les signaux représentent les carbones équivalents. 15 signaux sont présents sur le graphique. Étant donné qu un de ces signaux correspond au méthanol, il reste 14 signaux correspondant aux carbones de notre molécule. Ceci correspond au nombre de signaux attendus. - Masse : Figure 7 : Spectre de masse du complexe [Pt(DMSO)Cl 2] 2 + DHP-Py 2 enregistré dans CH 2Cl 2 La masse obtenue par spectrométrie est identique à la masse théorique. La masse molaire moléculaire du complexe de platine vaut 1183g/mol. 2) Isomérisation et caractérisation Nous avons testé plusieurs longueurs d ondes d irradiation pour effectuer une ouverture complète du composé et pouvoir le caractériser. Nous avons commencé par irradier en présence d oxygène, ce qui induit la fixation de dioxygène sur un des deux cycles liée à l ouverture de la liaison. 13

15 Schéma 4 : voie d isomérisation avec oxygène L irradiation avec un filtre de longueur d onde 490nm est la plus efficace. Le suivi de l ouverture se fait par spectroscopie UV-visible puisque le spectre d absorption du CPD est complètement différent de celui du DHP. 0.4 Abs Longueur d'onde (nm) Figure 8 : Suivi UV-visible du processus d isomérisation (λ>490nm), solvant : CH 2Cl 2, l=1cm L ouverture est considérée complète à partir du moment où la bande d absorption à environ 670 nm a plus ou moins disparu et lorsque le spectre n évolue plus. Sur le spectre RMN, on observe une augmentation du nombre de signaux : en effet l ouverture de la liaison centrale du DHP et la fixation de l oxygène entraînent une perte de symétrie. Les protons qui étaient alors équivalents ne le sont plus, leur environnement est différent. 14

16 Figure 9 : comparaison du spectre RMN proton du complexe ouvert et fermé Figure 10 : NOESY du composé ouvert 15

17 La mesure de la masse a été une nouvelle fois effectuée pour avoir la certitude de la fixation du dioxygène à la molécule. A nouveau, la masse obtenue correspond à la masse attendue, à savoir la masse du dioxygène ajoutée à celle du complexe de départ. Figure 11 : Spectre de masse du composé ouvert avec oxygène 3) Electrophorèse sur gel d agarose La manipulation effectuée en suivant le protocole décrit dans la première partie du rapport n a suscité aucun résultat. La migration du plasmide s est effectuée sans aucune différence avec ou sans complexe qu il soit ouvert ou fermé. Deux possibilités s ouvrent alors à nous : soit le complexe n interagit pas avec l ADN, soit il précipite lors de la mise en incubation. La deuxième possibilité n est pas à exclure, en effet le complexe est peu soluble dans le DMF ce qui pourrait être à l origine d une précipitation qui empêcherait le contact entre l ADN et le complexe. On renouvelle donc l expérience en utilisant le DMSO comme solvant. Celui-ci est connu comme solvant très efficace pour la plupart des composés. De la même manière que précédemment, 2µL de complexe dissout dans du DMSO sont incubés avec 18µL de plasmide dans du tampon tris (10%). L incubation dure 24h, suivies de 3h de migration sur gel d agarose dans les mêmes conditions que pour la première expérience réalisée. 16

18 Seul le complexe fermé est testé et les résultats sont plus encourageants. La bande de migration est légèrement décalée (migration ralentie) plus la concentration en complexe augmente ce qui montre une interaction entre le complexe et l ADN. Une dernière fois l expérience est réalisée, cette fois-ci nous avons testé le cisplatin, le complexe ouvert (ligand :DHP) et le complexe fermé (ligand : CPD-O2). Le cisplatin est connu pour interagir avec l ADN par pontages guanine-guanine. Les résultats obtenus sont les suivants : Figure 12 : Electrophoretogrammes de l interaction du plasmide pbr322 avec des concentrations croissantes de cisplatine (A), de complexe fermé : DHP (B) et de complexe ouvert avec oxygène : CPD- O 2 (C). La bande 1 correspond au plasmide non traité et sert comme référence. Les concentrations en cisplatin et en complexe de platine testées sont les suivantes : bande 2 : 0.5 mm, bande 3 : 1 mm, bande 4 : 2 mm, bande 5 : 4 mm, bande 6 : 8 mm, bande 7 : 16 mm, bande 8 : 32 mm, bande 9 : 64 mm, bande 10 : 128 mm, bande 11 : 256 mm. La migration de l ADN dépend de sa structure : l ADN circulaire (C) a une migration plus lente que l ADN super enroulé (supercoiled : SC). C est la raison pour laquelle nous observons deux bandes de migration clairement différenciées dans les échantillons de référence (bande 1) pour les trois expériences. Lorsque la concentration en composé augmente, la mobilité de la forme SC diminue alors que la forme C reste globalement inchangée. C est la raison pour laquelle on observe une seule bande de migration aux concentrations de 32 µm pour le cisplatin, 64 µm pour le DHP et 16 µm pour le CPD-O2. Au-dessus de ces concentrations les bandes se séparent à nouveau ou disparaissent complètement. Cette différence de mobilité est due à des changements de la conformation de la forme SC par la formation d une liaison covalente entre 17

19 les composés de platine avec les bases azotées de l ADN. En augmentant les concentrations des différents composés, ces derniers peuvent aussi être amenés à détruire l ADN ce qui est révélé par la baisse d intensité des bande sur l électrophorétogramme. III) Conclusion - Sur le projet : L électrophorèse sur gel d agarose a révélé une interaction entre l ADN et le complexe de platine que nous avons synthétisé et caractérisé au préalable. Les électrophorétogrammes présentés précédemment montrent clairement un ralentissement de la migration de la forme super enroulée de l ADN et donc, la création de liaisons covalentes entre le complexe de platine et les guanines de l ADN. Nous n avons pas observé de fragmentation de l ADN attendue par la relaxation thermique du composé ouvert lors de l incubation a 37 par relargage d oxygènes singulets. Cependant, une étude plus approfondie sera menée pour étudier le comportement du complexe avec l ADN lorsqu il récupère sa forme stable. - Sur le stage : Ce stage a été une expérience très enrichissante, que ce soit au niveau des connaissances, des techniques, de la pratique et de la découverte du milieu de la recherche. Au-delà du sujet et des manipulations, le simple fait d avoir passé un mois dans ce laboratoire, d avoir côtoyé des doctorants, des chercheurs ou même des stagiaires, d avoir pu échanger, partager, m a beaucoup apporté. Je souhaite à tout étudiant du DLST de se donner les moyens d accéder au stage d excellence et de saisir cette opportunité. 18

20 IV) Activités annexes complémentaires : analyses physicochimiques 1) Cinétique de la relaxation thermique Le retour de la forme CPD à la forme DHP du ligand du complexe de platine se fait par relaxation thermique (la forme CPD n est pas dynamiquement stable). Le suivi de ce retour peut se faire par spectrophotométrie. La vitesse du retour dépend de la température du milieu, c est pourquoi on a exposé une cuve de complexe à trois températures différentes : 25, 35, 45. L appareil mesure l évolution de la concentration à une longueur d onde précise où seule la forme fermée absorbe en fonction du temps. Il est possible ensuite de déterminer le taux [Ct/C0] qui correspond au rapport des concentrations en CPD à l instant t et à l instant t=0. Ce taux est directement proportionnel à k, la constante de vitesse ou la «pente» par l équation suivante : [Ct /C0]=-kt. La détermination de la constante k permet l obtention du temps de demivie, t1/2=ln(2)/k. Le temps de demi-vie correspond au temps nécessaire pour avoir 50% de chacune des deux formes en solution. L énergie d activation Ea est ensuite déterminée grâce à la loi d Arrhenius : Ln [k] = Ln [A] Ea/RT. L énergie d activation est propre à chaque système réactionnel. L utilisation des 3 températures différentes permet de limiter le taux d erreurs dans la determination de cette énergie. Celle-ci correspond à l énergie nécessaire au système pour pouvoir changer d état. Les valeurs déterminées sont toutes regroupées dans le tableau ci-dessous. Composé T(K) k(s -1 ) t1/2(heures) Ea(kcal/mol) [Pt(DMSO)Cl 2] 2 + DHP py ,89x10-6 ±1,7x , ,09x10-5 ±3x ,66 18,36±2, ,5x10-5 ±2x10-6 5,5 Tableau 1 : constantes de vitesses k et temps de demi-vie caractéristiques de la relaxation thermique du complexe [Pt(DMSO)Cl 2] 2 + DHP-Py 2 2) Analyse électrochimique Une analyse électrochimique a été réalisée, dont l intérêt réside dans l étude des comportements oxydants et réducteurs du composé en fonction du potentiel imposé par voltamétrie cyclique. Tous les potentiels ont été étudiés par rapport à l électrode de référence Ag/Ag +. Le composé est dissout dans une solution conductrice (electrolyte) composée de PF6 à 0,2M dans 10mL de dichloroéthane. 19

21 Intensity Un premier système réversible est observé en oxydation. Cela signifie que les molécules à proximité de l électrode son oxydées (A A + ), cependant en baissant le potentiel on observe la réduction de ces mêmes molécules oxydées, à savoir le retour à la forme initiale (A + A). Toujours du côté des oxydations, en augmentant encore le potentiel imposé, une seconde oxydation est observée. Cependant, ce système n a pas de caractère réversible (la baisse du potentiel n entraine pas de réduction de retour à la forme initiale). Cela signifie qu il y a transformation, création d une nouvelle molécule qui n est pas réductible. En d autres termes, on a A A 2+ (quand il est soumis à un potentiel élevé) et quasiment instantanément A 2+ B, B étant une nouvelle particule inconnue. 3) Analyse photo-physique Nous nous sommes également intéressés aux propriétés de luminescence du composé synthétisé. Le composé fermé présente une bande d émission dont le maximum se trouve à 687nm suite à une excitation à 510nm. La durée de vie de cette émission est de l ordre de 1,9 ns. L activité de fluorescence du composé ouvert est très similaire à celle du composé fermé. En effet, le maximum d émission se situe aussi à 687nm avec une intensité légèrement plus faible (due au fait que le CPD absorbe beaucoup moins que le DHP). La longueur d onde d excitation est différente du composé fermé puisque celle choisie pour ce dernier correspond à une bande qui n est plus présente sur le spectre d absorption du composé ouvert. L excitation du composé ouvert a été réalisée à 421nm. La durée de vie est aussi de 1,9ns Fermé Ouvert Wavelength (nm) Figure 12 : spectre d émission, solvant CH 2Cl 2 20

22 V) Bibliographie [1] D. Roldan, Complexes de coordination, matériaux moléculaires et dispositifs électroniques commutables intégrant le système photochrome diméthyldihydropyrène/cyclophanediène. Thèse de l université de Grenoble, [2] A. Presa, R. Brissos, A. Belén Caballero, I. Borilovic, L. Korrodi-Grégorio, R. Pérez- Tomas, O. Roubeau, P. Gamez, Photoswitching the Cytotoxic Properties of Platinum, [3] N. I. Dodoff, D. Kovala-Demertzi, M. Kubiak, J. Kuduk-Jaworska, A. Kochel, G. A. Governa, Dimethyl Sulfoxide Containing Platinum (II) and Palladium (III), Chelate complexes of Glyoxylic and Pyruvic Acid Thiosemicarbazones. A new class of cytotoxic metal complexes, 2006, 61b,