ETUDE ULTRASTRUCTURALE DE LA GAMETOGENESE MALE ET FEMELLE CHEZ LES MOUSTIQUES (DIPTERA: CULICIDAE)

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1 no d'ordre 008 Université Cheikh Anta Diop de Dakar Faculté des Sciences et Techniques THESE Présentée par MADY NDIAYE Maître-Assistant Pour obtenir le grade de Docteur ès Sciences Naturelles ETUDE ULTRASTRUCTURALE DE LA GAMETOGENESE MALE ET FEMELLE CHEZ LES MOUSTIQUES (DIPTERA: CULICIDAE) soutenue le 07 Juin 1996 devant la commission d'examen: Président: Mr Omar Thiom Membres: Mme Constance MM. Jean Lou Xavier Yves Shen Sikina Jean Paul TIllAW AGBOGBA JUSTINE MATIEI SIAU TOGUEBAYE TROUILLET

2 , DEDICACES Je dédie ce travail tout d'abord à tous mes enseignants de l'école élémentaire au Supérieur, pour tout ce que je leur dois! A mes défunts parents: à papa mais surtout à maman! A ma femme et à ma petite maman! A mes parents,amis et à tous ceux qui me sont chers!

3 AVANT-PROPOS C'est pour moi un devoir et un réel plaisir de remercier les nombreuses personnes physiques et morales qui ont permis la réalisation de ce mémoire. A mon maître et professeur Xavier MATIEI de l'univresité de Corse (France), qui m'a initié dans le domaine de la spermatogenèse, j'exprime ma profonde gratitude ainsi que ma reconnaissance infinie. Sa compétence et sa rigueur scientifiques ont été déterminantes dans la réalisation de ce mémoire. Votre grande expériences nous a valu une reconnaissance au niveau de la communauté scientifique internationale. Soyez mon interprète auprès de Mme. MATTEI à qui je rends hommage pour m'avoir si aimablement accueilli à Borgo. Au professeur Omar Thiom THIAW membre de l'u. C. A D., qui a toujours était un proche collaborateur, je dis simplement merci d'avoir accepté d'être le président de ce jury. Vous avez pris une part active dans la réalisation du texte, soyez en remercié. Les nombreuses séances de travail et de discussions fécondes que nous avons eues ont été déterminantes dans la réalisation de ce mémoire. J'exprime ma profonde gratitude à l'endroit du professeur Yves SIAU, membre de la Faculté des Sciences de Nouakchott (Mauritanie). Vous avez été à l'origine des nombreuses techniques de laboratoire ayant servi dans ce travail. Nous continuerons sans nul doute à chercher à bénéficier de votre grande expérience. Au professeur Jean-Iou JUSTINE du Muséum National d'histoire Naturelle (France), j'exprime ma profonde gratitude ainsi que toute ma sympathie. Malgré l'éloignement, vos conseils de dernières minutes m'ont beaucoup appris. En acceptant de vous déplacer de Paris à Dakar malgré un calendrier très chargé pour participer à ce jury, vous me faites honneur, tout en démontrant s'il en est besoin votre amour pour la Science que vous servez avec rigueur et compétence. Merci encore une fois pour tout ce que vous avez fait pour moi lors de mon brefséjour à Paris. Je remercie le professeur Bhen Sikina TOGUEBAYE membre de l'u.c.a.d., chef du Département de Biologie Animale, qui malgré ses charges multiples, accepte de juger ce travail. Merci ausi pour les nombreux services administratifs qui m'ont permis plus d'une fois d'aller sur le terrain. A travers votre personne je remercie l'assemblée de Département qui en acceptant de m'accorder un titre de tranport Bastia-Dakar-Bastia pour un membre dujury, a fait plus que sacrifié à un devoir.

4 Mes remerciements vont également à Mme le professeur Constance AGBOGBA, membre de l'ucad pour avoir accepter d'être membre de ce jury. Vos critiques et suggestions contriburont sans aucun doute à améliorer la qualité de ce travail. Au professeur Jean TROUILLET membre de l'ucad, responsable du troisième cycle dans le Département de Biologie Animale, je dis merci pour les nombreux services rendus et l'honneur que vous me faites en acceptant d'être monjuge. Je remercie très sincèrement le professeur Bernard MARCHAND. Malgré votre absence nous continuerons à nous inspirer de votre sens élevé de la méthode et de l'organisation mais également de votre grande expérience en matière de recherche. Mes remerciements vont également à tous ceux qui, de près ou de loin, ont contribué par leur collaboration à la réalisation de ce mémoire. Il s'agit du professeur Didier FONTENILLE et de son équipe mais également du professeur Ousmane FAYE et de son équipe qui m'ont aidé dans la collecte d'une partie des espèces de moustique. Soyez assurés de ma reconnaissance infinie. J'exprime mes remerciements et mon respect à l'endroit de tout le presonnel du Service de Lutte Antivectoriel1e de Haute Corse, particulièrement à Mr. Philippe MURRATI qui nous a aidé aussi bien pour la capture que pour la détermination des espèces de moustique récoltées dans cette région française. C'est l'occasion pour moi de vous renouveler toute mon amitié sincère. Votre grande disponibilité faite d'efficacité et de spontanéité me va droit au coeur. Les correspondances reçues de votre part m'ont beaucoup encouragé et resteront inoubliables. Je remercie Mme Denise VIALE, professeur à l'université de Corse qui nous a permis de fixer dans son Laboratoire tout le matériel récolté à Corté. Je remercie le professeur Raymond ROMAND de l'université Blaise PASCAL (Clermond-Ferrand, France) de m'avoir accepté dans son Laboratoire pour des inclusions et une remise àjour de certaines techniques en microscopie. Je réserve une mention toute particulière à l'ensemble du personnel technique du Département de Biologie Animale. Particulièrement à ceux qui dans l'ombre ont permis la réalisation des nombreux travaux en microscopie électronique: C. CHAUVE, E. COLY, E. COLY, D. NGOM, M. NDAO et 1. Diouf. Votre collaboration a été déterminante dans l'exécution de ce travail. Je tiens aussi à remercier, d'autres techniciens comme D. DIOUF, M. MBENGUE, M. WADE et M. SARR pour les nombreux petits services rendus.

5 A tous mes collègues enseignants, plus particulièrement ceux qui m'ont remplacé plus d'une fois::mm:. L. KONATE, N. FAYE, D. PANDARE et C. DIEBAKHATE,je dis merci du fond du coeur. A Mr. le Recteur de l'u.c.a.d., je dis merci pour les nombreuses permissions lors de mes voyages à l'étranger. Ce m'est un devoir agréable de remercier tout particulièrement Mr.le Doyen de la Faculté des Sciences et Techniques de l'u.c.a.d., pour m'avoir permis d'effectuer un voyage décisif en France dans le cadre de mes recherches mais aussi d'avoir gracieusement offert un billet Dakar-Paris Dakar à l'un des membres de mon jury. Soyez également mon interprète auprès de tout le personnel administratif de la Faculté des Sciences et Techniques ainsi qu'à leur chef, pour leur dire que les nombreux services rendus depuis mon entrée à IUniversité, resteront à jamais gravés dans ma mémoire. Je remercie le directoire de l'académie des Sciences de New York, qui en acceptant la présence de ma modeste personne parmis eux, me donne confiance et espoir. Je remercie aussi les autorités de la SOAP qui continuent de me compter parmis les leurs. Les rares occasions que j'ai eues à participer à vos séances ont été pour moi un motif d'encouragement pour faire toujours un peu plus dans le domaine de la recherche. Je remercie l'institut Pasteur de Dakar oùj'ai fait aussi mes premiers pas de chercheur et où je suis régulièrement bien accueilli à chaque fois que j'en fait la demande. Je remercie enfin mon épouse et tous les autres membres de ma famille qui n'ont ménagé aucun effort pour me permettre de mener à bien ce travail.

6 SOMMAIRE INTRODUCTION GENERALE 1 MATERIEL ET METHODES 2 1. MA1'ERIEL 2 II. ME'TIIODES, 3 A. Microscopie électronique 3 a. Microscope électronique à transmission 3 1. Technique classique 3 2. Coloration négative, 3 3. Traitement à l'acide tannique 3 4. Traitement à la colchicine 4 5. Traitement à la podophyllotoxine 4 6. Traitement à la tétracycline 4 b. Microscopie à balayage 4 c. Microscopie photonique 4 RESULTATS PREMIERE PARTIE: LA GAMETOGENESE MALE 1. INTRODUCTION 6 II. OBSERVATIONS 6 A. L'APPAREIL GENITAL MALE 6 a. L'appareil génital mâle externe 6 b. L'appareil génital mâle interne 6 1. Les testicules 6 2. Les vésicules séminales 7 3. Les glandes annexes ; 7 B. LA SPERMATOGENESE 9 a. Les gonocytes 9 b. Les spermatogonies primaires 9 c. Les spermatogonies secondaires 9 d. Les spermatocytes primaires 10 e. Les spermatocytes secondaires 10 f. La spermiogenèse Les jeunes spermatides Les spermatides en développement Il 3. Les spermatozoïdes 12 - Les spermatozoïdes immatures 12 - Les Spermatozoïdes matures L'acrosome La manchette 14

7 6. L'axonème La réduction de la surface nucléaire 15 III. DISCUSSION 16 IV. CONCLUSION 21 DEUXIEME PARTIE: LA GAMET0 GENESE FEMELLE 1. INTRODUCTION 23 II. OBSERVATIONS 24 A. L'appareil génital femelle 24 a. Le germarium Les cellules préfolliculaires Les cellules nourrières ou trophocytes Les cellules germinales 26 B. L'ovogenèse 26 a. La prévitellogenèse 26 b. La vitellogenèse c. La postvitellogenèse 28 d. Les oeufs 29 III. DISCUSSION 30 IV. CONCLUSION 33 TROISIEME PARTIE: LES RICKETTSIES 1. INTRODUCTION 34 II. OBSERVATIONS 37 A. Les rickettsies intracellulaires 37 a. Les testicules 38 b. Les ovaires B. Les rickettsies extracellulaires 38 C. Traitement à la tétracycline 38 III. DISCUSSION 39 IV. CONCLUSION 42 CONCLUSION GENERALE 43 BIBLIOGRAPHIE 46

8 LISTE DES PUBLICATIONS EN ANNEXE 1- NDIAYE M. & MATTEI X., Particularity of acrosome formation during spermiogenesis in two mosquitoes: Toxorhynchites brevipalpis and Anopheles gambiae. J. Submicrosc. Cytol. Pathol., 24, NDIAYE M. & MATTEI X., 1993a. Endosymbiotic relationship between a rickettsia-like microorganism and the male germ-cells of Culex tigripes. J. Submiscroc. Cytol. Pathol., 25, SIAU Y., NDIAYE M. & Mattei X., Podophyllotoxin-induced modifications ofthe nuclear envelope. J. Struct. Biol., 110, NDIAYE M. & MATTEI X., 1993b. Process ofnuclear envelope reduction in spermiogenesis of a mosquito, Culex tigripes. Mol. Reprod. Dev., 34, NDIAYE M. & MATTEI X., A new type of manchette structure in spermatids ofculex tigripes (Culicidae). Acta Zool. (Stockholm), 75, NDIAYE M., MATTEI X. & THIAW O. T., Extracellular and intracellular rickettsia-like microorganisms in gonads of mosquitoes. J. Submicrosc. Cytol. Pathol., 27, NDIAYE M., MATTEI X. & THIAW O. T., 1996a. Morphlogical changes of mosquito spermatozoon in seminal vesicles and spermathecae. Invertebr. Reprod. Dev. (sous presse). 8-NDIAYE M., MATTEI X. & THIAW O. T., 1996b. Ultrastructure and structure of the male genital apparatus and spermatozoon of mosquitoes. Invertebr. Reprod. Dev. (sous presse). 9-NDIAYE M., MATTEI X. & THIAW O.T., 1996c. Spermatogenesis in mosquitoes. J. Submicrosc. Cytol. Pathol., (sous presse) 10-NDIAYE M., MATTEI X. & THIAW O. T., 1996d. Ultrastructural diversity of manchette in spermatids of mosquitoes (Diptera: Culicidae). Acta Zool (sous presse).

9 Titre: ETUDE ULTRASTRUCTURALE DE LA GAMETOGENESE MALE ET FEMELLE CHEZ LES MOUSTIQUES (Diptera: Culicidae). Nom du candidat: Mady NDIAYE Nature du mémoire: Thèse de Doctorat ès Sciences Naturelles Jury: Président: Mr Omar Thiom THIAW Membres : Mme Constance AGBOGBA MM. Jean Lou JUSTINE Xavier MATIEl Yves SIAU Bhen Sikina TOGUEBAYE Jean Paul TROUILLET Soutenu le 07 Juin 1996 à 16 heures dans l'amphithéâtre no-7..de la Fac. Sei. Tech. Résumé: Cette étude réalisée en microscopie photonique et en microscopie électronique à transmission et à balayage, porte sur cinq genres et 26 espèces de moustique. Nous avons successivement étudié la spermatogenèse, l'ovogenèse et les rickettsies associées à ces deux développements. Nous avons décrit le processus particulier de la formation de l'acrosome ainsi que ses transformations lors de la maturation du spermatozoïde. L'axonème est du type "1" chez toutes les espèces observées. Son traitement à l'acide tannique a permis de compter les protofilaments chez C. tigripes. Quatre types de manchette caractérisques des genres Aedes, Anopheles, Culex, Mansonia et Toxorhynchites sont identifiés. A l'exception du type caractéristique des deux derniers genres, les autres sont inhabituels dans le règne animal. Le traitement à la colchicine a permis de montrer le rôle joué par la manchette dans la morphogenèse du noyau. Pour la première fois dans le règne animal, nous avons rapporté un processus de réduction de la surface nucléaire par des vésicules intranucléaires. La Podophyllotoxine qui est un produit utilisé contre le cancer, modifie également l'enveloppe nucléaire. L'ovogenèse se déroule en 10 stades que nous avons identifiés en nous basant essentiellement sur l'ultrastructure fine et la taille des ovocytes, la formation du vitellus et la mise en place de l'enveloppe de l'oeuf. L'absence d'une membrane vitelline demeure l'une des particularités marquantes de ce processus. La description de quelques oeufs a permis de confirmer la possibilité d'user de la surface du chorion comme entre autres, un bon critère d'identification. Les microorganismes rencontrés dans les gonades mâles et fem~jles de certaines espèces, sont apparentés aux rickettsies. Nous avons identifié trois formes de microorganismes dont deux intracellulaires et une extracellulaire. Le traitement à la tétracycline fait disparaître les rickettsies. ~ Mots-clés: Culicidae, spermatogenèse, acrosome, maturation, axonème, acide tannique, manchette, colchicine, réduction nucléaire". podophyllotoxine, ovogenèse, oeufs, chorion, rickettsies, extracellulaires et intranucléaires, tétracycline.

10 1 INTRODUCTION GENERALE Les moustiques qui sont des insectes holométaboles répandus dans le monde entier, appartiennent à l'ordre des Diptères, au sous-ordre des Nématocères et à la famille des Culicidae. Cette dernière est subdivisée généralement en trois sous-familles: Anophelinae, Culicinae et Toxorhynchitinae (KNIGHT & STONE, 1977). Notons cependant que dans certains cas, les Dixinae et les Chaoborinae (ou Corethrinae) sont classés parmi les Culicidae (ROTH, 1980). Les Culicidae comptent aujourd'hui plus de 3000 espèces et une quarantaine de genres. Les moustiques mâles et femelles se nourrissent de sucres végétaux, la plupart des femelles ont besoin de sang de vertébrés pour embryonner leurs oeufs. Il s'agit d'espèces dites anautogènes. C'est pendant cette prise de sang que les moustiques vecteurs vont transmettre certaines maladies comme le paludisme et la fièvre jaune. D'autres, par contre, sans être connus comme impliqués dans la transmission de maladies, causent des nuisances par leurs piqûres. Cest notamment le cas de nombreux moustiques du genre Culex. Certains moustiques comme ceux du genre Toxorhynchites n'ont pas besoin de sang pour assurer le développement de leurs ovaires (NDIAYE, 1990). Il s'agit d'espèces dites autogènes. Ces dernières de même que Culex tigripes (espèce anautogène) sont connues pour la forte capacité prédatrice de leurs larves vis à vis des autres larves de moustiques. A cause de leur implication dans la transmission de nombreuses maladies, de leurs nuisances et du fait qu'ils représentent un modèle biologique pratique, les moustiques demeurent l'un des groupes animaux qui suscite le plus d'intérêt en matière de recherche. Les études ultrastructurales portant sur la gamétogenèse mâle et femelle sont cependant rares et très souvent parcellaires (JAMIEsON, 1987 ; CLEMENTS, 1992). Dans ce travail que nous avons entamé depuis 1986, nous avons étudié chez différents moustiques, et grâce à des techniques de microscopie photoniques et électroniques, successivement la spermatogenèse, l'ovogenèse et les rickettsies qui sont associées au processus de développement des cellules germinales.

11 2 MATERIEL ET METHODES 1. MATERIEL Les moustiques observés on été récoltés sous forme de larves, nymphes et imagos dans différentes localités du Sénégal et dans une région française, la Corse (Tableau n. Genre et esnèce Culicinae Anonhelinae Toxorhvnchitinae Ori!rine Anophelesgambiae + Sénégal gambiae + " Anopheles. gambiae + " arabiensis + " Anophelesgambiae melas Anopheles rufupes + " Anopheles funestus + " Anopheles pharaonsis + " Aedes aegypti + Corse-Sénégal Aedes caspius + Corse Aedes vexans + " Aedes mariae + " Aedes vittatus + " Aedes detritus + " A. geniculatus + " Aedes rusticus + Sénégal Mansonia africana + " Mansonia unifonnis + Corse Culex molestus + " Culex impudicus + " Culex hortensis + " Culex theileri + Sénégal Culex decens + " Culex quinquefasciatus + " Culex thallassius + " Culex striatipes Culex tigripes Toxorhvnchites brevipalpis + " Tableau 1 : Liste des espèces étudiées.

12 3 II. METHODES A. Microscopie électronique a. Microscopie électronique à transmission 1. Technique classique Nous avons utilisé la méthode de routine du Service de Microscopie électronique de l'université e. A. Diop de Dakar: fixation d'une heure dans du glutaraldéhyde à 2,5 % dans un tampon cacodylate de sodium à 0,1 M (ph 7,2), puis une heure dans le tétroxyde d'osmium à 1% dans le même tampon. La déshydratation s'effectue dans des bains d'alcool éthylique à concentration croissante et deux bains dans l'oxyde de propylène. L'imprégnation dans l'epon ou le Spurr s'effectue progressivement en plongeant les pièces dans des bains successifs d'epon ou de Spurr. Les spermathèques sont laissées plus longtemps dans les bains d'imprégnation. Aprés polymérisation, les coupes sont réalisées à l'ultramicrotome automatique Reichert Ultracut. Les coupes obtenues sont traitées selon la méthode REYNOLDS (1963) (acétate d'uranyle + citrate de plomb). Les observations sont faites aux microscopes électroniques Siemens Elmiskop 101 et Jeol 100 ex II. 2. Coloration négative Les vésicules séminales et les spermathèques sont broyées dans quelques gouttes d'acide phosphotungstique (A. P. T.) à 1%. Puis une goutte du broyat est déposée sur une grille collodionnée et ensuite séchée. 3. Traitement à l'acide tannique Les testicules et vésicules séminales sont plongés dans un mélange de glutaraldéhyde à 2%, de saccharose à 1,8% dans du tampon phosphate (ph 7,4) et d'acide tannique à 1% dans de l'eau bidistillée. Une autre variante de cette méthode consiste à fixer les échantillons dans une solution de glutaraldéhyde à 2,5 % dans du tampon cacodylate de sodium à 0,2 M (ph 7,4) et d'acide tannique à 1% dans de l'eau bidistillée. Dans chaque cas, les pièces sont plongées pendant une demi-heure à une heure dans de l'acétate d'uranyle à 1% dans de l'eau distillée et à l'abri de la lumière. Certains échantillons sont postfixés alors que d'autres ne le

13 4 sont pas. Nous avons également fait varier le ph des tampons phosphate et cacodylate. 4. Traitement à la colchicine Les moustiques mâles adultes sont nourris avec un milieu (Jocklik modifié selon SIAD et al., 1993) contenant 0,1% de colchicine pendant 6 heures avant leur dissection. 5. Traitement à la Podophyllotoxine Pour nourrir les moustiques, nous avons utilisé le même milieu (Jocklik modifié) auquel nous avons ajouté 50 ]lm de Podophyllotoxine. Ce produit nous a été gracieusement offert par le "Drug Synthesis and Chemistry Branch, Division ofcancer Treatment, National Cancer Institute Bethesda USA". 6. Traitement à la tétracycline Les larves de moustique de premier jour sont capturées et plongées dans une solution à 0,5% de chlorhydrate de tétracycline fabriqué par la SIPOA (Société Industrielle Pharmaceutique de l'ouest Africain) dans de l'eau distillée pendant 24 H à la température ambiante (25-30 C). Par la suite la solution est remplacée par de l'eau distillée à laquelle nous ajoutons de la nourriture. Les larves sont gardées jusqu'à leur émergence. b. Microscopie à balayage Les testicules, vésicules séminales et glandes annexes et ainsi que des oeufs sont fixés et déshydratés comme pour la microscopie à transmission. Les pièces sont gardées dans de l'acétone pur puis traitées selon la méthode du point critique. Elles sont fixées sur des plots, puis métallisées et observées au microscope à balayage Jeol JSM 35 CF. c. Microscopie photonique Des coupes semifines sont réalisées à partir des testicules, vésicules séminales, spermathèques et ovaires. La résine est éliminée par une solution de soude alcoolique et les coupes colorées au bleu de toluidine ou au Paragon. Les observations sont faites aux microscopes photoniques Carl Zeiss type à contraste de phase et Nikon type 104.

14 5 Pour l'étude des spermatozoïdes in toto, les testicules, vésicules séminales et spermathèques sont écrasés entre lame et lamelle dans une goutte d'eau physiologique CNaCl 9 0/00). Puis la solution saline est aspirée d'un côté, alors que de l'autre nous fijoutons quelques gouttes d'orcéine acétique. Les observations sont effectuées en contraste de phase.

15 RESULTATS

16 PREMIERE PARTIE: LA GAMETOGENESE MALE

17 6 1. INTRODUCTION Malgré leur importance médicale, nous pouvons noter avec J AMIESON (1987) que peu d'investigations ultrastructurales ont été réalisées sur les spermatozoïdes de la famille des Culicidae. C'est NUN"EZ (1963) qui pour la première fois réalise une étude ultrastructurale du flagelle chez Culex pipiens. Vont par la suite suivre les études de BRELAND & GASSNER (1964), BRELAND et al. (1966), CLEMENTS & PORTER (1967), BRELAND et al. (1968), PHILLIPS (1969, 1970), SWAN (1981), DALLAI et al. (1984) et JUSTINE & MATTEI (1988). De rares études ultrastructurales ont été menées sur les autres catégories de cellules germinales mâles (CLEMENTS, 1992). Dans cette partie nous nous proposons d'étudier à l'aide des microscopes électronique et photonique, d'une part l'appareil génital mâle et d'autre part la spermatogenèse chez 26 espèces de moustique. II. OBSERVATIONS A. L'APPAREIL GENITAL MALE L'appareil génital mâle des moustiques comporte deux parties: une interne et une externe. Nous avons choisi comme exemple celui de C. tigripes. a. L'appareil génital mâle externe ou genitalia L'appareil génital mâle externe est constitué par les pleces copulatrices ou genitalia (Fig. 1). Il est constitué d'une paire de coxites entourant le pénis. Chaque coxite est constitué d'une pièce basale ou gonocoxite surmontée du style qui porte une épine terminale. b. L'appareil génital mâle interne Il est constitué par deux testicules qui aboutissent à deux vésicules séminales par deux longs spermiductes. Deux glandes annexes très volumineuses s'associent aux vésicules séminales au niveau où elles confluent avec le canal éjaculateur (Fig. 2). 1. Les testicules Les testicules sont de couleur grise chez la plupart des moustiques observés exceptés les moustiques du genre Anopheles ainsi que Aedes

18 Figure 1 : Appareil génital mâle externe de C. tigripes. X 50. a: coxite constitué d'un gonocoxite (g) surmonté d'un style (flèche). b: pénis vue frontale. c: pénis vue latérale. Figure 2 : Appareil génital mâle interne composé de deux testicules (t) reliés à deux vésicules séminales (VS) qui débouchent dans un canal éjaculateur au même niveau que deux glandes annexes (g). X 100. Figure 3 : Coupe sagittale d'un testicule montrant des régions antérieure (RA), moyenne (RM) et postérieure (R). La première contient des gonocytes (C), des spermatogonies primaires (SG1) et secondaires (SG2). La seconde contient des spermatocytes (SC) et des spermatides (SD). La dernière contient des spermatozoïdes immatures (S). X 300.

19 CD a b c 5GI 5G2 -- sc RM

20 7 mariae où elle estjaunâtre. La longueur des testicules varie entre 400 j,lm et 1200 j,lm. Les plus petites tailles sont généralement rencontrées chez les moustiques des genres Culex, Anopheles et Aedes, à l'exception de Aedes mariae (1200 j,lm), Culex tigripes ( j,lm) et Toxorhynchites brevipalpis ( j,lm) (Tableau II). Les cystes sont orientés perpendiculairement par rapport au grand axe du testicule (Fig. 3). Chez tous les moustiques étudiés, les testicules passent successivement par une phase d'immaturité, de maturité et de sénescence sexuelles (Annexe 8). Les cystes sont organisés perpendiculairement au grand axe du testicule. En microscopie électronique à transmission, la paroi testiculaire apparaît constituée par une membrane externe, une couche pigmentaire, une lame basale, une couche musculaire striée longitudinale, une couche musculaire striée circulaire, une seconde lame basale et une couche cellulaire. L'épaisseur de cette dernière varie en fonction de l'âge des testicules. Chez le genre Anopheles et chez Aedes mariae la couche pigmentaire présente de nombreux granules pigmentaires (Annexe 8). 2. Les vésicules séminales Chaque vésicule séminale mesure une longueur d'environ j,lm et un diamètre d'environ j,lm. La paroi des vésicules séminales a la même structure que celle des testicules. Les mêmes couches sont présentes mais les couches musculaires sont plus épaisses. L'épaisseur de la couche cellulaire sécrétrice varie avec l'âge des moustiques. Ainsi dans les vésicules séminales vierges, les cellules sécrétrices remplissent la lumière (Annexe 8). Par la suite ces cellules sécrétrices vont régresser au fur et à mesure que les spermatozoïdes remplissent la lumière. Chez les moustiques mâles fonctionnels les vésicules séminales sont remplies de spermatozoïdes alors que la couche cellulaire interne disparait complètement. Parmi les spermatozoïdes nous retrouvons des restes de cellules de la couche interne (Annexe 8). 3. Les glandes annexes Les glandes annexes ont chacune une longueur qui varie entre 600 et 800 j,lm pour un diamètre compris entre 300 et 400 j,lm. Chaque glande ressemble vaguement à un petit tubercule. La paroi est constituée par une membrane externe, une lame basale une couche musculaire et une couche de cellules sécrétrices internes (Annexe 8). Ces cellules qui reposent sur une lame basale contiennent de nombreux granules de sécrétion et un noyau situé à la base. Les granules sont par la suite libérés dans la lumière. Au

21 8 Genres et espèces Longueur des Longueur des Nombre de Taille des testicules Von) spermatozoïdes spermatèques spermathèques (um) (um) An. gambiae gambiae An. gambiae arabiensis " 100 An. gambiae melas " " An. rufupes " 130 An. funestus " 120 An. pharaonsis " 100 Aedes aegypti et 70 A. caspius " " A. vexans " " A. mariae " "100 et 75 A. vittatus " " A. detritus " " A. geniculatus " " A. rusticus " " Mansonia africana " 130 et 80 M. uniformis " " Culex mokstus " 100 et 70 C. impudicus " " C. hortensis " " C. theileri " " C. decens " 120 et 75 C. quinquefasciatus " 100 et 75 C. thallassius " " C. striatipes " " C. tigripes " " Toxorhynchites " " brevinalnis Tableau II: Longueur des testicules, des spermatozoïdes ainsi que le nombre et la taille des spermathèques.

22 niveau de la région postérieure de la glande des spermatozoïdes sont présents parmis les granules de sécrétion (Annexe 8). B.LA8PERMATOGENE8E 9 Le processus que nous décrivons est valable pour l'ensemble des espèces observées. a. Les gonocytes Ils occupent l'apex du testicule et constituent les premières cellules du premier cyste (Annexe 9). Les gonocytes sont peu nombreux. Ce sont de très grandes cellules. Elles mesurent environt 16 X 10 J1m. Elles ont une forme prismatique et sont reliées par des ponts cytoplasmiques. Leur cytoplasme est pauvre en organites cellulaires. Le noyau est très volumineux. Il est sphérique et mesure environt 7 J1m. L'enveloppe nucléaire présente des dépressions dans lesquelles sont logés des amas de matériel dense aux électrons. Le nucléole est légèrement excentré. Son diamètre mesure 2,5 J1m. Il présente une forme annulaire avec une structure réticulée en périphérie et une zone claire centrale. b. Les spermatogonies primaires Elles sont plus petites que les gonocytes. Ce sont des cellules ovoïdes ou allongées (Annexe 9). Les formes ovoïdes ont un diamètre de 6 J1m tandis que les formes allongées mesurent 8 X 5 J1m. Le cytoplasme dense aux électrons, est pauvre en organites à l'exception des ribosomes qui sont très abondants. Le cytoplasme renferme également un granule dense aux électrons qui mesure 1,5 J1ID de diamètre. Cet élément est aussi présent dans les autres catégories cellulaires. Le noyau mesure 6 X 4 J1m. Le nucléole qui a une structure réticulée, mesure 2 J1m de diamètre. c. Les spermatogonies secondaires Ce sont des cellules claires qui contrastent nettement avec les précédentes (Annexe 9). Elles sont ovoïdes et mesurent en moyenne 7 J1m de diamètre. Le cytoplasme plus clair contient de nombreuses mitochondries avec des crêtes peu développées. Le noyau mesure environ 5 J1m de diamètre. Le nucléole est excentré et présente une structure réticulée. Son diamètre est d'environ 1 J1ID. L'appareil de Golgi est encore peu développé.

23 10 d. Les spermatocytes primaires Par rapport aux cellules décrites précédemment, ce sont de grandes cellules ovoides qui mesurent environ 12 pm de diamètre (Annexe 9). En prophase l, le cytoplasme est riche en organites cellulaires. Le réticulum endoplasmique lisse est en effet très développé. Les mitochondries sont très abondantes et elles se divisent activement. L'appareil de Golgi est également très développé et est organisé en dictyosomes comprenant 3 à 4 saccules chacun. Deux centrioles sont présents l'un perpendiculaire par rapport à l'autre. Le noyau est ovoïde et mesure 6 pm de diamètre en moyenne. L'enveloppe nucléaire présente des dépressions dans lesquelles se dépose un matériel dense aux électrons. Ce matériel est étroitement associé au réticulum endoplasmique qui organise des lamelles annelées. Le nucléoplasme présente des complexes synaptonémaux caractéristiques de ce stade. Il existe un ou deux nucléoles d'un diamètre moyen de 2 JlID chacun. La métaphase se déroule de façon classique. A la place de l'enveloppe nucléaire, il s'organise un réseau dense de réticulum endoplasmique lisse. Les mitchondries s'organisent autour du fuseau de division et se multiplient activement. e. Les spermatocytes secondaires Ce sont des cellules dont la durée de vie est très courte et qui sont issues de la division des précédentes (Annexe 9). Ce sont des cellules observables dans les cystes contigus à ceux des spermatocytes 1. Ces cystes sont caractérisés par un nombre très important de figures de mitose. L' enveloppe nucléaire se reconstitue. Le diamètre du noyau est de 4 p,m en moyenne. Le centriole est unique et mesure 1pm de long et 0, 25 pm de diamètre. Il est éloigné du noyau et se trouve dans une sorte de vésicule attachée à la membrane plasmique. Les spermatocytes II subisssent rapidement une mitose pour donner naissance à de jeunes spermatides. f. La spermiogenèse 1. Les jeunes spermatides Ells sont issues de la seconde division de méiose (Annexe 9). Nous regroupons sous cette appellation toutes les spermatides ovoïdes dont le noyau est sphérique ou ovoïde.