FASCICULE DE TRAVAUX PRATIQUES DE BIOLOGIE VEGETALE BGF2

UNIVERSITE DE NOUAKCHOTT FACULTE DES SCIENCES ET TECHNIQUES DEPARTEMENT DE BIOLOGIE FASCICULE DE TRAVAUX PRATIQUES DE BIOLOGIE VEGETALE BGF2 Elaboré par : Mohamed Abdeljelil O. Houeibib Abdelwedoud O. Ahmed LOULY Année 2007-2008 0

SOMMAIRE TP 1 La cellule végétale TP 2 - Etude des tissus épidermiques TP 3 - Les tissus conducteurs (vaisseaux ligneux) TP 4 - Tissus sécréteurs (Etude des laticifères et des poches excrétrices) TP 5 - Etude de tissus végétaux sur coupe transversale TP 6 - Reproduction chez deux Algues 1

RECOMMANDATIONS IMPORTANTES Les étudiants sont priés de : - Arriver à l heure pour ne pas perturber le déroulement de la séance ; - Travailler par binôme ; - Porter une blouse blanche propre ; - Préparer la séance de TP : lire attentivement le texte du fascicule correspondant à la manipulation du jour ; - Nettoyer sa paillasse à la fin de chaque séance. - Se munir de matériel de dessin : feuilles de dessin blanches non quadrillées format A4, crayon graphite HB, gomme, taille, règle. Réalisation des copies - Les copies doivent être réalisées entièrement au crayon ; - Sur chaque feuille doit figurer : en haut et à gauche votre nom et prénom, votre numéro de groupe, en haut et à droite la date au milieu le thème et le titre du TP - Ne jamais dessiner recto-verso, une seule face du papier doit être employée pour une bonne présentation ; - D une façon générale, le dessin doit reproduire fidèlement l image que donne le microscope (agrandir l image en lui conservant ses proportions et sa disposition) et donner la valeur du grossissement ; - Tout dessin doit être accompagné d une légende complète, sinon le travail n a aucune valeur. Les flèches doivent être, dans la mesure du possible, toutes situées du même côté du dessin à droite en général et dirigées vers le dessin, les écrire horizontalement. Les flèches doivent être tracées à la règle et parallèlement les unes aux autres. 2

TP N 1 : LA CELLULE VEGETALE Objectifs : mise en évidence des caractéristiques de la cellule végétale 1. Introduction : Les cellules sont les unités structurelles et fonctionnelles des être vivants. La cellule végétale présente quelques différences par rapport à la cellule animale 2. Matériel et réactifs Microscope, lame et lamelle, oignon, tomate, pomme de terre, pince fine, scalpel, solution de rouge neutre à 1 g/l, lugol (eau iodée). 3. Manipulations 3.1. Placer un fragment d épiderme d oignon dans une goutte de lugol, puis placer un autre fragment d épiderme d oignon dans une goutte de rouge neutre. Observer entre lame et lamelle, dessiner et légender vos observations au faible puis au fort grossissement. 3.2. Réaliser un frottis de tissu de pomme de terre puis ajouter une goutte de lugol pour mettre en évidence les réserves d amidon Dessiner et légender vos observations au faible puis au fort grossissement. 3.3. Couper une tomate en deux morceaux. Sous la peau, la chair (pulpe) est ferme : plus profondément elle forme une gelée molle. Prendre un petit fragment de 1 ou 2 mm de pulpe gélifiée, le porter sur une lame, recouvrir d une lamelle. Ecraser doucement pour bien aplatir, examiner au microscope et dessiner. A partir des observations précédentes, préciser les caractéristiques d une cellule végétale 3

TP 2. ETUDE DES TISSUS EPIDERMIQUES 1. INTRODUCTION Ce sont les tissus qui recouvrent les parenchymes des organes aériens (feuilles, tiges jeunes, fleurs et fruits). a. Cellules épidermiques Elles assurent la protection contre la déshydratation excessive. Elles sont toujours étroitement juxtaposées. On distingue : - épiderme simple (une seule couche de cellules) - épiderme composé (plusieurs couches) Ce sont des cellules vivantes sans chloroplastes chez les végétaux supérieurs, mais chez les végétaux d ombres et certaines plantes aquatiques elles sont pourvues de chloroplastes. b. Stomates Ils permettent les échanges gazeux entre la plante et l atmosphère (O2, CO2, vapeur d'eau...). Un stomate est essentiellement constitué par une ouverture, ou ostiole, délimitée par deux cellules réniforme appelée cellules stomatiques et pourvues de chloroplastes. c. Poils Chez certaines espèces, les cellules épidermiques portent des poils qui donnent un touché chevelu sur la surface des feuilles ou des tiges. Ces poils sont uni ou pluricellulaires. Lorsqu ils sont très courts, ils sont appelés papilles 2. MATÉRIEL ET REACTIFS Microscope, lames, lamelles, Pince fine, scalpel, verre de montre Rouge neutre, solution de saccharose à 6%. Feuilles de Allium porrum L. (poireau) (Famille des liliacées ; classe des Monocotylédones) Feuilles de Catharanthus roseus L. (pervenche de Madagascar) (Famille des apocynacées ; Classe des Dicotylédones) 4

3. MANIPULATION 3.1. PRELEVEMENT Couper un morceau de l épiderme de la face inférieure de la feuille de la plante étudiée (pervenche de Madagascar et/ou poireau). 3.2. COLORATION ET MONTAGE Placer chacun dans un verre de montre différent contenant une solution de saccharose à 6%, colorée au rouge neutre. Faire en sorte que les fragments prélevés soient bien déroulés. Après 2 ou 3 minutes, poser une goutte du liquide de coloration sur la lame, y placer un fragment de l'épiderme de chaque plante et le recouvrer d'une lamelle. 3.3. OBSERVATION DESSIN ET CONCLUSIONS Observer et dessiner avec légende, au faible puis au fort grossissement une portion représentative de la préparation. Comparer les tissus épidermiques des 2 espèces 5

TP 3 - LES TISSUS CONDUCTEURS (VAISSEAUX LIGNEUX) 1. INTRODUCTION Le xylème, ou tissu ligneux, ou tissu vasculaire assure essentiellement la conduction de la sève brute de sels minéraux. Il comprend des éléments conducteurs (trachéides et vaisseaux ligneux) associés à des cellules parenchymateuses et souvent à des fibres ligneuses. Chaque vaisseau provient d une file de cellules mortes, réduites à leurs membranes latérales pourvues d épaississements lignifiés. 2. Principe En faisant bouillir des morceaux de feuilles de poireau, on obtient un décollement des épidermes et une extraction facile des tissus libéroligneux avec un minimum de parenchyme résiduel. Il est possible de faire le montage de l'échantillon directement dans une goutte d'eau ou mieux dans une goutte de glycérine. Cependant, la double coloration permet d'aboutir à une observation de qualité. 3. Matériel 3.1. Matériel biologique Feuille de poireau (Allium porrum L. ; famille des Liliacées ; classe des Monocotylédones). 3.2. Matériel et produits chimiques Eau de javel à 2% dans l eau distillée Acide acétique à 1% dans l eau distillée (Eau acétique) Carmin vert d'iode, comme colorant : (ou carmino vert de mirande). glycérine verres de montre pour la double coloration pinces fines lames et lamelles 6

4. Manipulation 1. Couper des morceaux de 4 à 5 cm dans une feuille de poireau bien verte. 2. Mettre ces morceaux à bouillir dans de l'eau pendant 10 minutes. La cuisson permet de séparer facilement les tissus de la feuille. 3. A l'aide d'une pince fine dégager, en tirant, les tissus conducteurs situés dans les nervures. 4. placer 2 à 3 échantillons dans de l'eau de javel pendant 20 minutes 5. Rincer dans de l'eau pendant quelques secondes 7

6. Placer l'échantillon dans de l'eau acétique pendant 3 à 4 minutes 7. Placer l'échantillon dans le colorant carmin vert d'iode pendant 3 minutes 8. Bien rincer l'échantillon dans de l'eau 9. Placer l'échantillon bien rincé dans une goutte de glycérine. Couvrir l'échantillon d'une lamelle 5. OBSERVATION Observer et dessiner avec légende, au faible puis au fort grossissement une portion représentative de la préparation. Faire des conclusions. 8

TP N 4. TISSUS SECRETEURS (ETUDE DES LATICIFERES ET DES POCHES EXCRETRICES) Les tissus sécréteurs sont spécialisés dans la synthèse de certaines substances (essences, tanins, résines, latex, etc.). On peut en distinguer les catégories suivantes : les cellules sécrétrices isolées, les épidermes sécréteurs, les poches et canaux excréteurs, les laticifères. 1- Les laticifères Ce sont des éléments allongés en cordons, ramifiés ou non. On en distingue : - les laticifères non articulés : chaque laticifère provient d une seule grande cellule, très allongée, et contenant de nombreux noyaux (coenocyste qui peut atteindre plusieurs mètres, voire dizaines de mètres) ; - les laticifères articulés : Ils s organisent chacun à partir de nombreuses cellules disposées en file (chacune de ces cellules est un article du laticifère ainsi formé). A l intérieur des laticifères se trouve une volumineuse vacuole centrale contenant le latex. Il s agit d un liquide visqueux généralement d aspect laiteux et plus rarement limpide. Chez certaines plantes, le latex contient des grains d amidon en suspension se colorant en violet par l iodure d iode. 1.1 - Matériel Tige de Euphorbia balsamifera ; famille des Euphobiceae ; classe des Dicotylédones ; Microscopes, lames, lamelles, pinces fines et lames de rasoir ; Iodure d iode. 1.2 - Manipulation Faire des coupes longitudinales (parallèle à l axe principal ; voir figure ci-dessous) dans l écorce de la tige puis les mettre, dans une goutte d iodure d iode, sur une lame et les couvrir avec lamelle. Observer au faible puis au fort grossissement. Dessinez et mettez la légende puis identifiez, en justifiant la réponse, le type de laticifères observé. 9

2- Les poches excrétrices Ce sont des cavités situées dans le parenchyme des feuilles, des tiges et des fruits, chez certaines espèces. Ces poches sont nombreuses dans le péricarpe des oranges, mandarines, citrons, etc. où l on observe, à l examen microscopique, une cavité sphérique contenant une essence et bordée par une rangée de petites cellules sécrétrices. 2.1 - Matériel - Oranges (fruits d oranger doux, Citrus sinensis ; famille des Rutaceae) ; - Microscopes, lames, lamelles, pinces fines et lames de rasoir ; - Alcool. 2.2 - Manipulation Faire une coupe tangentielle dans la couche orange de l enveloppe du fruit puis placer le produit dans une goutte d alcool sur une lame. Placer une poche excrétrice au centre du champ du microscope et passer au fort grossissement. Dessinez et mettez la légende. 10

Réalisation des coupes a b c. d. Fig.1. types de coupes : a. et b. coupe longitudinale axiale ; c. coupe longitudinale latérale : d. coupe transversale. Fig. 2. Plans des coupes Fig. 3. Exécution des coupes d organes végétaux destinées à l examen microscopique. A. L organe à couper est inclus dans un bâton de moelle de sureau. B. Exécution de la coupe 11

TP N 5 - ETUDE DE TISSUS VEGETAUX SUR COUPE TRANSVERSALE (PARENCHYMES, COLLENCHYMES, SCLERENCHYMES) 1- Introduction Les parenchymes, groupe fondamental de tissu, sont formés de cellules isodiamètriques ou allongées dont les vacuoles sont bien développées mais dont la paroi cellulaire est assez mince. Ils sont classés d après leurs fonctions en parenchymes chlorophylliens, parenchymes de réserve, parenchymes aquifères et parenchymes aérifères. Les cellules des parenchymes chlorophylliens, riches en chloroplastes, sont parfois séparées par des méats ou de grandes lacunes. Le collenchyme, tissu de soutien vivant, est formé de cellules plus ou moins allongées, fusiformes, dont la paroi s est épaissie tout en demeurant de nature cellulosique. On peut distinguer : - Un collenchyme annulaire : l épaississement de la paroi est uniforme sur toute l étendue de celle-ci ; - Un collenchyme angulaire : l épaississement cellulosique est localisé aux angles des cellules ; - Un collenchyme tangentiel : l épaississement affecte uniquement les parois tangentielles des cellules. Le sclérenchyme : c est un tissu de soutien formé de cellules généralement allongées dont la paroi, très épaissie, est entièrement lignifiées. Les cellules sclérifiées, dont la paroi est imperméable, sont des cellules mortes. On distingue deux types de cellules : les fibres, cellules très allongées, et les sclérites, cellules courtes parfois de forme irrégulière. 2- Matériel et produits - Tige de la coloquinte Citrullus colocynthis ou de la pastèque Citrullus lanatus (famille des Cucurbitaceae ; classe des Dicotylédones) - Microscopes, lames, lamelles, verres de montre, couteau ou lames à rasoir, scalpel ; - Support (moelle de Sureau ou carotte) ; - Eau, glycérine, eau de Javel, acide acétique, colorants (carmin aluné et vert d iode, ou carmino-vert de Mirande). 12

3- Méthode de travail - Faire des coupes transversales conformément à la technique décrite (voir réalisation des coupes) ; - Effectuer une double coloration (voir coloration et montage des coupes) ; - Observer, au faible puis au fort grossissement, une coupe bien faite (prendre 3 coupes pour l observation); - Dessiner une parie de la coupe comprenant 5 à 7 cellules de chacun des tissus suivants : l épiderme, les parenchymes, les collenchymes et les sclérenchymes (remarquer la présence de la lamelle moyenne). Mettez la légende. Réalisation, coloration et conservation des coupes Les études histologique et anatomique des organes végétaux se font à l aide de coupes minces observées au microscope. 1- Réalisation des coupes (voir figures ci- jointes) On effectue des coupes minces en tenant directement l organe végétal à la main s il est grand et dur. S il est souple ou de petite taille, on utilise un support et dans ce cas : - Fendons un bâton de moelle de Sureau (ou une carotte) longitudinalement en deux demi-cylindre avec un scalpel ; - On creuse à l intérieur du support un trou si la taille de l organe étudié est grande ; - Plaçons l organe entre les 2 moitiés perpendiculairement; - On tient le couteau par la main droite et le support par la main gauche et on coupe une partie du support avec l organe de façon à trouver un plan de coupe homogène ; - On réalise plusieurs coupes très minces (10 à 15) dont on choisira les meilleures à la fin de l opération. Ces coupes sont récupérées dans l eau. 2- Coloration et montage des coupes La méthode de la double coloration par le carmin aluné et le vert d iode est celle qui est la plus utilisée. Les coupes réalisées sont placées dans : 13

- L eau de javel pendant 15 à 20mn. Cette opération entraîne la destruction du contenu cellulaire tout en conservant les parois cellulaires ; - L eau pendant 2 à 5mn pour éliminer les traces de l eau de Javel et favoriser la fixation des colorants dans les étapes à venir ; - Le carmin aluné pendant 5mn ce qui entraîne une coloration rose des parois cellulosiques ; - Le vert d iode pendant 30s au maximum ce qui entraîne la coloration des parois lignifiées en vert. Les coupes sont soigneusement lavées pour éliminer l excès du colorant. Elles sont ensuite montées entre lame et lamelle dans une goutte de glycérine. 3- Conservation des coupes et des organes végétaux Pour conserver les préparations d anatomie pour les observer ultérieurement, nous procéderons comme suit : - Après le lavage, déshydrater les coupes dans un bain d alcool à 95 pendant quelques minutes ; - Les plonger dans l alcool absolu pendant le même temps ; - Les tremper dans du toluène (ou du xylème) pendant 3 à 5mn ; - Les introduire dans une goutte de baume de Canada placée sur lame propre et sèche. - Les couvrir avec une lamelle et laisser sécher la préparation. Pour les études anatomiques, les organes végétaux peuvent être conservés dans l alcool à 10% additionné de glycérine pour les rendre moins cassants. Si l étude anatomique est très précise, les échantillons sont placés dans un milieu fixateur qui tue rapidement les cellules sans modifier leur structure. Pour cela, on utilise le formol à 10% avec une solution physiologique (liquide de Ringer). Pour les algues marines, on utilise le formol à 4% dans l eau de mer contenant du carbonate de calcium. 14

TP 6. REPRODUCTION CHEZ DEUX ALGUES I. Etudes de la conjugaison scalariforme chez Spirogyra La spirogyre est une algue verte qui se développe en eaux douces bien oxygénées. Son thalle est constitué d une seule file de cellules identiques. Chaque cellule est caractérisée par la présence de plastes rubanés hélicoïdaux dans le cytoplasme pariétal portant plusieurs pyrénoïdes. Au moment de la reproduction sexuée, apparaissent, chez la spirogyre des protubérances issues de cellules appartenant à deux filaments différents. Les parois en contact se gélifient et les contenus cellulaires entrent en communication. Les chloroplastes se modifient, le cytoplasme se condense et le contenu d une cellule se déverse à travers le bec de copulation dans l autre cellule. Le zygote formé s entoure d une paroi épaisse et passe à l état de vie ralentie. La conjugaison peut également s effectuer entre 2 cellules voisines d un même filament ; c est la conjugaison latérale. On dispose de préparations de Spirogyre : Dessiner cette Algue en sélectionnant les parties illustrant le début et la fin de la conjugaison ; Mettre la légende ; Identifier la structure du thalle. II. Etude des organes reproducteurs du Ficus Il s agit d algues brunes vivant dans la zone de balancement des marées. On les trouve sur les côtes de l Atlantique. Les organes reproducteurs mâles et femelles se trouvent dans les régions fertiles appelées réceptacles. Dans ces réceptacles sont situés des conceptacles communiquant avec l extérieur par des ostioles. Les conceptacles femelles contiennent des poils stériles (paraphyses) et des gamétocystes femelles (oocystes) produisant par méiose 8 oosphères. Les conceptacles mâles contiennent des poils ramifiés portant des spermatocystes qui se divisent par méiose et donnent 64 spermatozoïdes biflagellés. Les spermatocystes et les oocystes se libèrent à travers les ostioles des conceptacles mais les gamètes ne sont libérés que sous l effet de l eau. On dispose de préparations contenant des conceptacles males et femelles : Dessiner deux conceptacles (mâle et femelle) ; Mettre la légende. 15

ANNEXE Préparation des colorants 1. Carmin aluné Dissoudre 10 g de Carmin 40 pour histologie et 40 g d alun de Potassium (sulfate d aluminium et de potassium) dans 1L d eau distillée. Porter le mélange à ébullition pendant 1h, laisser refroidir et filtrer. 2. Vert d'iode Dissoudre 1 g de vert d iode dans 100 ml d eau distillée. 3. Préparation du colorant Carmino vert de Mirande 1. Dissoudre 6 g de Carmin 40 pour histologie et 12 g d alun de Potassium dans 200 ml d eau distillée. 2. Chauffer à feu doux, ajouter 200 ml d eau distillée et 0,4 g de Vert d Iode, porter à ébullition puis laisser refroidir et filtrer. 16