Plate-forme IBiSA Imagerie Sciences du Vivant In Vitro

ACCES AU PLATEAU TECHNIQUE «MICROSCOPIE PHOTONIQUE - IMAGERIE CELLULAIRE» Plate-forme IBiSA Imagerie Sciences du Vivant In Vitro TECHNIQUES DEMANDEES (indiquez la durée estimative, soulignez la station à utiliser) : Microscopie confocale et F-techniques (3D+t, FRAP, FLIP, FRET, FPA, RICS, FA) (Biphoton, Confocor, ) Vidéomicroscopie de cellules vivantes en lumière transmise et en épifluorescence (Dynamique, Migration) Microscopie à épifluorescence/contrastes en lumière transmise (PH, DIC, statif droit) (AxioImagerM2, ApoTome, Cytogénétique, Provis, Olympus BX41) Imagerie en lumière structurée «pseudoconfocale» (ApoTome) Microscopie de fluorescence en onde évanescente, photoblanchiment (TIRF, FRAP, CALI) (Dynamique) Imagerie en durée de vie de fluorescence à excitation biphotonique (TCSPC, FLIM, FRET) (Biphoton, ) Microscopie confocale rapide (balayage par ligne de lumière) (LIVE7 ) Spectroscopie à corrélation de fluorescence simple ou croisée (FCS, FCCS, PCH) (Confocor, ) Traitement et analyse d images, fit des données, déconvolution (Metamorph1, Metamorph2, Metamorph3, Volocity, Zen-offline) NOS COORDONNEES FLORALIS UJF Filiale: 6, allée de Bethléem, 38610 Gières Tel Standard: +33(0)476007830, Fax: +33(0)476007028 E-mail : marie-gabrielle.jouan@floralis.fr PTF MICROSCOPIE PHOTONIQUE - IMAGERIE CELLULAIRE : Institut Albert Bonniot, CRI U823, Université Joseph Fourier Grenoble I Domaine de la Merci, Rond point de la Chantourne, 38706 La Tronche Cedex Tél.: +33-(0)4-76-54-94-89, Fax: +33-(0)4-76-54-95-95 E-mails : alexei.grichine@ujf-grenoble.fr ou mylene.pezet@ujf-grenoble.fr 1

CONDITIONS d ACCES Les équipements et le savoir-faire de la plate-forme Microscopie Photonique Imagerie Cellulaire sont à disposition de tout laboratoire de recherche du secteur académique ou privé dans la limite des ressources matérielles, humaines et horaires disponibles. Les personnes souhaitant utiliser un équipement de façon autonome doivent au préalable suivre la formation obligatoire gratuite dispensée sur le site. Ils reçoivent ensuite un login pour la gestion des réservations à distance via le réseau UJF. La réservation du matériel et de l assistance s effectue en concertation avec le personnel de la Plate-forme en fonction des priorités des équipes de l Institut CRI U823, IAB et des partenaires de la plate-forme ISdV-in vitro. Toute modification de la réservation doit se faire suffisamment en avance pour ne pas générer de lacunes dans le planning. L accès dans les locaux de la plate-forme est réglementé. Les jours ouvrés l entrée dans le bâtiment est possible de 8 h à 17 h, la sortie de 6h30 à 18h30. Dans tous les cas, votre présence doit être signalée à l accueil et au personnel de la PTF. Le travail doit être en strict respect des normes d hygiène et sécurité, de confidentialité d information et de charte d utilisation informatique (voir le Règlement Intérieur de la PTF). TARIFICATION L acceptation d un devis pour une prestation sur la PTF se fera par retour de devis daté et signé avec la mention «bon pour accord», ou par l émission d un bon de commande signé. Le paiement sera effectué à réception des factures émises par Floralis selon les modalités suivantes : virement 30 jours fin de mois, le 10 du mois suivant. Les virements seront adressés à : SAS UJF Filiale, 6, allée de Bethléem, 38610 GIERES Banque : Caisse d Epargne des Alpes, Grenoble Code banque : 13825 ; Code guichet : 00200, N compte : 08770163050 /09 Technique Microscopie confocale monophotonique et F-techniques associés. Microscopie multiphotonique fluo, SHG, spectres 2P, FLIM FCS / FCCS monophotonique, PCH, etc Microscopie confocale rapide Station(s) Biphoton Confocor Biphoton Confocor (LIVE7) Tarif horaire, heures ouvrables, utilisation autonome, HT 48 /h 60 /h 60 /h 60 /h 2

Vidéo-microscopie plein champ, epifluo, diascopie Vidéo-microscopie TIRF, FRAP, CALI, Microscopie pseudoconfocale en lumière structurée Microscopie à épifluorescence et en lumière transmise (statif droit) Traitement et analyse des données sur les stations off-line équipées de logiciel spécifique Dynamique Migration Dynamique ApoTome AxioImagerM2 Cytogénétique Provis Olympus BX41 Metamorph1 Metamorph2 Metamorph3 Volocity Zen-offline 15 /h 20 /h 14 /h 10 /h 8 /h Séances de longue acquisition (> 6h) toutes stations - 30 % Avant tout établissement d offre de prestation chiffrée, deux séances d une demi-journée avec assistance sont offerts sur des stations adaptées pour la mise en place du protocole d acquisition et l évaluation de la pertinence de la méthode choisie. Ces séances peuvent inclure la formation de l opérateur à l utilisation de la station. Les demandes d utilisation pour les expériences de longue durée (> 6h) bénéficient d un tarif réduit (< 30%). L acquisition en dehors d heures ouvrables (18h30 8h00) n est possible qu en mode automatisé (e.g. time-lapse en vidéomicroscopie). Toute annulation de réservation doit être effectuée ou signalée à la plate-forme avant le début du créneau horaire retenu. Les réservations passées non annulées sont considérées comme utilisées. Première heure réservée (stabilisation) pour vidéomicroscopie n est pas comptabilisée. DESCRIPTION DETAILLEE DES EQUIPEMENTS 1. Confocaux a. Biphoton : Microscope confocal et biphotonique à balayage laser : LSM 510 NLO META (Carl Zeiss) Statif inversé motorisé Axiovert 200M ; Platine XY motorisée, Insert chauffant, incubateur CO2 sur-platine (Pe-Con) ; Table optique antivibratoire (Melles Griot) ; Lasers : Ar (457, 477, 488, 514 nm), HeNe (543 nm), HeNe (633 nm) et Ti:Sa, fs 'Tsunami' (690-1100 nm) ; Objectifs : Plan-Neofluar 10x/0,3, WD 5600 ; Plan-Apochromat 20x/0,75, WD 610 ; Plan-Neofluar 40x/1,3 Oil, Ph3, WD 200; Plan-Apochromat 63x/1,4 Oil, DICIII, WD 180 ; C-Apochromat 40x/1,2 W, Korr 0,14-0,18, WD 290 ; Filtres à épifluorescence (HBO 50W, oculaires) : 49 (DAPI, Hoechst), 38 (GFP, FITC), 43 (Rhod, TRITC) ; autres filtres disponibles sur demande (CFP, YFP, Cy5, TxRed,.) ; Détection : 3 canaux confocaux dont 1 canal spectral META (résolution 9.8 nm ; 80 nm/passage), 1 canal en lumière transmise (condenseur NA 0.55 ou NA 0.8), 1 PMT NDD, 2 canaux NDD équipés de PMTs compteurs de photons' 3

(Hamamatsu) ; système de mesure de durée de vie de fluorescence (FLIM) basé sur le comptage de photons uniques corrélés en temps, SPC-830 (Becker&Hickl). Logiciels d acquisition et d analyse LSM510, SPCImage b. Confocor : Microscope confocal et spectromètre à corrélation de fluorescence LSM510 Confocor II Combi, Zeiss Statif inversé motorisé Axiovert 100M ; Platine XY motorisée, Insert chauffant, incubateur CO2 sur-platine (Pe-Con) ; Lasers : Ar (457, 488, 514 nm), HeNe (543 nm), HeNe (633nm) ; Objectifs : Plan-Neofluar 10x/0,3, WD 5600 ; Plan-Neofluar 40x/1,3 Oil, Ph3, WD 200 ; C-Apochromat 63x/1,2 W, Korr 0,14-0,18 WD 240 ; C-Apochromat 40x/1,2 W, Korr 0,14-0,18, WD 290 ; Plan-Apochromat 100x/1,4 Oil, WD 90 ; Barrette à épifluorescence (HBO 50W, oculaires) : 49 (DAPI, Hoechst), 38 (GFP, FITC), 43 (Rhod, TRITC) ; Détection : 3 canaux confocaux dont 1 avec analyseur de la polarisation, 1 PMT en lumière transmise, 2 canaux APD pour FCS, Corrélation croisée possible avec 488/633 nm. Logiciel d acquisition et d analyse LSM510 FCS v. 4.2 c. : Microscope confocal multiparamétrique LSM710 NLO LIVE7 Confocor3, (Carl Zeiss) Statif inversé motorisé AxioObserver Z1; Platine XY motorisée, Surplatine pièzo, Insert chauffant, incubateur CO2 sur-platine; Incubateur XL3 (Pe-con), Definite focus, Table optique antivibratoire (Melles Griot) ; Tête confocale spectrale LSM710 à balayage laser : DPSS 405 nm, Ar (457, 488, 514), DPSS 561, HeNe 633 nm et Ti:Sa, fs 'Chameleon, Vision II' (690-1100 nm) avec un précompensateur chirp intégré ; 3 canaux de détection confocale de la fluorescence ou de la lumière réfléchie dont 1 canal spectral Quasar 34 (résolutions 9.5-3 nm), analyseurs de polarisation, 1 PMT en lumière transmise ; Tête confocale rapide (120 images/s, 512x512), 2 détecteurs confocaux, Zoom optique 4x, Lasers : DPSS 405, 488 et 561 nm ; Tête FCS avec 2 détecteurs APD (imagerie APD et cross-corrélation de fluorescence) Objectifs : EC Plan-Neofluar 10x/0,3, WD 5200; EC Plan-Neofluar 40x/1,3 Oil Ph3, WD 210; Plan-Apochromat 63x/1,4 Oil DICIII, WD 190 ; Plan-Apochromat 100x/1,46 Oil DICIII (UV)VIS-IR, WD 100 ; C-Apochromat 40x/1,2 W, UV-VIS-IR Korr, 0,14-0,19, WD 280 ; Filtres à épifluorescence (source fibrée HXP120) : 01 LP (DAPI, Hoechst), 38HE (GFP, FITC), 43HE (Rhod, TRITC) ; autres filtres disponibles sur demande (CFP, YFP, Cy5, TxRed,.) ; 2 canaux NDD FLIM équipés de détecteurs hybrides GaAsP-APD compteurs de photons'; système de mesure de durée de vie de fluorescence (TCSPC), Simple Tau SPC-830D (Becker&Hickl). Logiciels d acquisition et d analyse Zen avec options FRAP, Editeur macro, PCH, ICS et package FCS ; SPCImage 2. Vidéomicroscopes a. Dynamique : Vidéomicroscope à épifluorescence rapide et onde évanescente (Axiovert 200M, Zeiss) Statif inversé motorisé AxioVert 200M; Platine XY motorisée, Surplatine pièzo, Insert chauffant, incubateur CO2 surplatine; système AquaStop, Incubateur XL (Pe-con), Table optique antivibratoire (Melles Griot) ; Excitations épifluo : source fibrée stabilisée X-Cite 120, Lampe HBO 100 W avec le système d atténuation FluoArc et une roue à filtres d'excitation et d atténuation (Ludl) ; Lasers onde évanescente / FRAP (Errol): DPSS (405 nm), Ar (457, 488, 514), DPSS (561 nm) Silder TIRF 2 (Carl Zeiss) et module d illumination spot (< 1 µm, avec 100x/1.46) (Rapp Optoelectronic) ; 2 Caméras : CoolSnap HQ2 CCD N/B (6.45x6.45 µm, -35, ~11 im/s) ; Evolve 512 Back illuminated EMCCD (16x16 µm, -80, ~ 30 im/s) (Roper) ; 4

Objectifs : EC Plan-Neofluar 10x/0,3, Ph1, WD 5500 ; LD Plan-Neofluar 40x/0.6 Korr, Ph2, WD 0-1500 ; LCI Plan-Neofluar 63x/1,3 Imm, Ph3, DICIII, WD 170 ; Plan-Apochromat 63x/1,4 Oil, DICIII, WD 190 ; Plan-Apochromat 100x/1,46 Oil DICIII (UV)VIS-IR, WD 100 ; Autres objectifs disponibles sur demande : CP-Achromat 5x/0,12 ; 20x/0,5 Filtres à épifluorescence : 49 (DAPI, Hoechst), 38 HE (egfp), 43 HE (Cy3) ; Triple 25 HE (DAPI/GFP/mCherry), autres filtres disponibles sur demande (CFP, YFP, Cy5, mcherry,.) ; Filtres TIRF/FRAP : 63 HE (mrfp), Double 74 HE (GFP/mRFP), Triple 76 HE (CFP/GFP/DsRed), Double 458/514 (CFP/YFP), Notch quadruple 400/410-488-561-631/640 pour système FRAP ; Logiciel d acquisition MetaMorph (Universal Imaging) b. Migration : Station de vidéo-microscopie automatisée pour l étude de la dynamique de migration cellulaire Statif inversé motorisé AxioVert 100M, Platine XY motorisée, Insert chauffant, incubateur CO2 sur-platine ; Excitation épifluo : Lampe HBO 100 W autocentrable avec le système d atténuation FluoArc ; Caméra : MicroMAX N/B (6.7x6.7 µm, -15, ~ 3 im/s) (Princeton Instruments) ; Objectifs : Achrostigmat 10x/0,25, Ph1 ; Achrostigmat 20x/0.3, Ph1 ; Achrostigmat 32x/0,4, Ph1 ; EC Plan-Neofluar 40x/0.75, Ph2, WD 710 ; Autres objectifs disponibles sur demande : 4x/0,1 ; Barrette à épifluorescence : 49 (DAPI, Hoechst), 38 HE (egfp), 43 HE (Cy3) ; Logiciel d acquisition MetaMorph (Universal Imaging) 3. Microscopes à épifluorescence (statif droit) a. AxioImagerM2 : Microscope plein champ (Carl Zeiss) Statif droit motorisé AxioImager M2, platine XY manuelle ; Excitation épifluo : Lampe HBO 100 W ; 2 Caméras : AxioCam MRc (Couleur) et AxioCam MRm (N/B) (6.45x6.45 µm, -10 C BRT, ~ 8 im/s) ; Objectifs : Plan-Neofluar 10x/0,3, Ph1, WD 5500 ; Plan-Neofluar 40x/0.75, Ph2, WD 710 ; Plan-Neofluar 63x/0,7-1,25 Oil, WD 100 ; Plan-Apochromat 63x/1,4 Oil, DICIII, WD 190 ; Filtres à épifluorescence : 49 (DAPI, Hoechst), 38 HE (egfp), 43 HE (Cy3) ; 50 (Cy5), autres filtres disponibles sur demande (CFP, YFP, mcherry,.) ; Logiciel d acquisition AxioVision avec des options Z-stack, Time-lapse. b. ApoTome : Microscope plein champ et pseudoconfocal 3D (Carl Zeiss) Statif droit motorisé AxioImager Z1 (pas de déplacement axial 10 nm), Platine XY motorisée ; Système d'excitation de fluorescence en lumière structurée ApoTome (grille dense pour l'objectif 63x/1.4), Lampe HBO 100 W autocentrable ; Caméra : Orca R2 N/B (6.45x6.45 µm, -35 C, ~ 16 im/s, 16 bits) (Hamamatsu) ; Objectifs : Plan-Neofluar 10x/0,3, WD 5500 ; Plan-Neofluar 20x/0,5, Ph2 ; Plan-Neofluar 40x/0.75, Ph2, WD 710 ; Plan-Apochromat 63x/1,4 Oil, Ph3, WD 190 ; Plan-Neofluar 100x/1,3 Oil, Iris ; 5

Filtres à épifluorescence : 49 (DAPI, Hoechst), 38 HE (egfp), 43 HE (Cy3) ; 47 (CFP) ; 50 (Cy5), autres filtres disponibles sur demande (YFP, mcherry,.) ; Logiciel de pilotage AxioVision avec des modules ApoTome, Mark and Find c. Cytogénétique : Microscope plein champ (Carl Zeiss) ; Statif droit AxioSkop ; Excitation épifluo : Lampe HBO 100 W ; Roue à filtres d excitation motorisée Vysis ; Caméra : CoolSnap ES, N/B (6.45x6.45 µm, 0 C, 12 bits, 20 MHz) ; Objectifs : Plan-Neofluar 10x/0,3, WD 5500 ; Plan-Neofluar 40x/0.75, Ph2, WD 710 ; Plan-Apochromat 100x/1,4 Oil, WD 190 ; Barrette à épifluorescence : Triple RVB, Fred, Aqua, Yellow Logiciel d acquisition : QUiPS d. Provis : Microscope plein champ (Olympus) ; Statif droit motorisé AX 70 ; Excitation épifluo : Lampe HBO 100 W ; Caméra : CoolSnap cf, N/B (4.65x4.65 µm, -5 C BRT, 12 bits, 20 MHz) ; Objectifs : UPlanFl 4x/0,13 ; UPlanFl 10x/0,3 ; UPlanFl 20x/0,5 ; PlanApo 40x/1.0, Oil, Iris ; PlanApo 60x/1.4 Oil ; UPlanApo 100x/1,35 Oil, Iris, Ph3 ; Filtres à épifluorescence : Dapi, FITC, TRITC Logiciel d acquisition : MetaVue. e. Olympus BX41 : Microscope plein champ (Olympus) ; Statif droit, manuel, BX41 ; Excitation épifluo : Lampe HBO 100 W ; Caméra : DP70 couleur (12 bits, 1.45 Mpixel, subpixel shift, 6.45x6.45 µm, -10 C BRT) ; Objectifs : Plan 10x/0,25 Ph1 Plan 20x/0,4 Ph1 Plan 40x/0,65 Ph2 Plan 100x/1,25 oil UplanFl 60x/1,25 Oil, Iris Filtres à épifluorescence : Dapi, FITC, TRITC ; Logiciel d acquisition : AnalySIS. 4. Stations de traitement et d analyse a. Metamorph1 : MetaMorph 7.7 avec déconvolution 3D, SPCImage, Edit 3D, ImageJ b. Metamorph2: MetaMorph 7.7 avec déconvolution 3D, Edit3D/Ana3D c. Metamorph3: MetaMorph 6.0, LSM510 FCS, Origin 6.0, AxioVision d. Volocity (64 bits): Volocity Visualisation & Quantitation, MathLab, e. Zen-offline (64 bits): Zen 2010 avec FCS 6