NOVA Lite ANCA (Ethanol) Kit with DAPI Pour usage diagnostique In Vitro

NOVA Lite ANCA (Ethanol) Kit with DAPI Pour usage diagnostique In Vitro Code produit : 708301 Complexité CLIA : élevée Application NOVA Lite ANCA est un test indirect par immunofluorescence pour le dépistage et la détermination semiquantitative des anticorps cytoplasmiques anti-neutrophiles (ANCA) dans le sérum humain. La présence d'anticorps cytoplasmiques anti-neutrophiles peut être utilisée conjointement à d'autres tests sérologiques et résultats cliniques pour faciliter le diagnostic de diverses vascularites systémiques. Résumé et explication du test Le test des anticorps cytoplasmiques anti-neutrophiles (ANCA) a révolutionné le diagnostic et le traitement des diverses vascularites auto-immunes. 1-4 Les auto-anticorps péri-nucléaires (panca) et cytoplasmiques (canca) se sont avérés utiles pour la détection de maladies telles que la granulomatose avec polyangéite (anciennement appelée granulomatose de Wegener 17 ). Il existe au moins six antigènes ANCA identifiés et de nombreux autres restent à identifier. 1,5 La plupart d'entre eux sont des enzymes résidant dans les granulations primitives des neutrophiles. Ces enzymes incluent la myéloperoxydase (MPO), la sérine protéase 3 (PR3), l'élastase, la lactoferrine, la cathepsine G et la protéine cationique 57 (CAP-57). Des tests ELISA ont été mis au point pour la détection de nombreux anticorps anti-neutrophiles majeurs, mais la plupart des experts en vascularite auto-immune continuent à recommencer la méthode de test par immunofluorescence (IFA) pour le dépistage initial. Deux profils ANCA peuvent être détectés avec la méthode IFA standard. Le profil ANCA classique se traduit par une fluorescence cytoplasmique granulaire. Appelé canca, il indique une granulomatose avec polyangéite et, dans une moindre mesure, une polyartérite microscopique. 6 Le second profil ANCA décrit 7,8 colore la zone péri-nucléaire des neutrophiles fixés à l'alcool. Appelé panca, il a été associé à une vascularite plus délimitée en termes d'organes et, en particulier, à la glomérulonéphtie à croissant ou à 9 évolution rapide. La corrélation entre canca et la granulomatose avec polyangéite a été bien établie. 3,10 La granulomatose de Wegener se caractérise en effet par un processus inflammatoire nécrosant avec formation de granulomes et une vascularite touchant principalement les voies respiratoires supérieures et inférieures, ainsi que les reins. Cette triade d'implications cliniques est considérée comme la signature de la granulomatose avec polyangéite. Jusqu'à 96 % des patients souffrant de granulomatose avec polyagéite généralisée active présentent des canca, mais ce taux chute à 65 % lorsque la maladie active est limitée et atteint 30 à 40 % des patients en rémission. Le titrage des canca suit également l'évolution de la maladie, les titres décroissant en cas de rémission et augmentant en cas de récidive. Contrairement aux canca, qui sont associés à une granulomatose avec polyangéite principalement systémique, les panca sont souvent associés à une glomérulonéphite nécrosante ; ils sont généralement absents en cas de syndromes systémiques. La myéloperoxydase est l'antigène cible le plus souvent associé aux panca, bien qu'une réactivité de ces derniers à l'élastase et à la lactoferrine ait également été détectée. Près de 90 % des sérums panca positifs de patients souffrant de glomérulonéphrite sont réactifs à la myéloperoxydase. Cependant, chez les patients souffrant d'autres maladies mais qui présentent également des panca, un pourcentage très inférieur réagit à la myéloperoxydase. 11,13 Cela tendrait à indiquer que plusieurs antigènes peuvent produire une coloration péri-nucléairelaire des neutrophiles fixés à l'éthanol, y compris les sérums contenant des anticorps anti-nucléaires. Il est possible de confirmer des profils périnucléaires avec des neutrophiles fixés à l'éthanol en réalisant un test IFA sur des neutrophiles fixés au formaldéhyde. Le principal antigène cible des panca, la myéloperoxydase, reste dans le cytoplasme des cellules fixées au formaldéhyde, tandis que lorsque les cellules sont fixées à l'éthanol, l'antigène migre vers le noyau, ce qui produit un profil péri-nucléaire. Principes du test Selon la technique par immunofluorescence indirecte, les échantillons sont incubés avec un substrat d'antigène et les anticorps n'ayant pas réagi sont lavés. Le substrat est incubé avec un conjugué marqué à la fluorescéine spécifique, puis le réactif non lié est lavé. Lorsqu'ils sont vus sous microscopie à fluorescence, les échantillons positifs aux auto-anticorps affichent une fluorescence vert pomme dans les zones de la cellule ou du noyau où l'auto-anticorps s'est lié. Réactifs 1. ANCA (éthanol), plaques à réaction rapide - 12 puits/plaque, avec dessicatif 2. Conjugué d'igg-fitc avec DAPI contenant de l'azoture de sodium à 0,09 % 3. ccanca positif, 1 flacon de tampon contenant de l'azoture de sodium à 0,09 % et des anticorps antiantigènes canca dans du sérum humain, prédilué 4. pcanca positif, 1 flacon de tampon contenant de l'azoture de sodium à 0,09 % et des anticorps antiantigènes panca dans du sérum humain, prédilué 5. Contrôle négatif du système IFA, 1 flacon de tampon contenant de l'azoture de sodium à 0,09 %, sans anticorps anti-anca dans du sérum humain, prédilué 6. Concentré de PBS II (40x) 7. Support pour préparations microscopiques contenant de l'azoture de sodium à 0,09 % 8. Lamelles 1 4,12

Avertissements 1. Toutes les substances d origine humaine utilisées pour préparer les contrôles de ce produit ont été testées et se sont avérées négatives aux anticorps anti-vih, HBsAg et VHC par des méthodes approuvées par la FDA. Aucune méthode de test ne peut toutefois garantir que le VIH, le VHB et le VHC ou d'autres agents infectieux sont absents. Par conséquent, le contrôle panca positif, canca positif et négatif du système IFA doivent être manipulés comme des substances potentiellement 14 infectieuses. 2. L'azoture de sodium sert de conservateur. Il s'agit d'un poison qui peut être toxique en cas d'ingestion ou d'absorption par la peau ou les yeux. Cette substance peut réagir avec les canalisations en plomb ou en cuivre pour former des azides de métal potentiellement explosifs. Rincer les éviers (s'ils sont utilisés pour éliminer le réactif) avec de grands volumes d'eau pour éviter l'accumulation d'azides. 3. Utiliser un équipement de protection personnelle approprié pour travailler avec les réactifs fournis. 4. Nettoyer immédiatement tout déversement de réactifs. Respecter toutes les législations nationales et locales relatives à l élimination des déchets. Précautions 1. Ce produit est à usage diagnostique in vitro. 2. La substitution par des composants autres que ceux fournis dans ce système peut entraîner une incohérence des résultats. 3. Un lavage incomplet ou inefficace des puits IFA peut provoquer un fond élevé. 4. L'adaptation de ce test pour une utilisation en tout ou partie avec des passeurs d'échantillons automatiques et d'autres dispositifs de manipulation de liquides peut générer des différences dans les résultats des tests par rapport à ceux obtenus en utilisant la procédure manuelle. Il appartient à chaque laboratoire de vérifier que les résultats de tests produits par sa procédure automatisée se situent dans des limites acceptables. 5. Divers facteurs influent sur les performances du test, notamment la température de départ des réactifs, la puissance de l'ampoule du microscope, la précision et la reproductibilité de la technique de pipetage, le soin apporté au lavage et les durées d'incubation pendant le test. Prêter une attention particulière à la cohérence pour obtenir des résultats précis et reproductibles. 6. Au fil du temps, le conjugué peut changer de couleur s'il est exposé à la lumière. Ce changement de couleur n'affecte toutefois pas les performances du test. 7. Il est recommandé de respecter strictement le protocole. Conditions de conservation 1. Conserver tous les réactifs du kit entre 2 et 8 C. Ne pas congeler. Les réactifs sont stables jusqu'à la date de péremption indiquée sur l'étiquette de la boîte dans des conditions de stockage et d'utilisation conformes. 2. Une fois les plaques retirées d'un sachet, elles doivent être utilisées immédiatement. 3. Le tampon PBS dilué est stable pendant 4 semaines lorsqu'il est conservé entre 2 et 8 C. 4. Le conjugué du kit doit être conservé à l'abri de la lumière naturelle, fluorescente ou UV, si possible. Prélèvement des échantillons Cette procédure doit être réalisée dans un échantillon de sérum. L ajout d azoture ou de conservateurs aux échantillons de test peut fausser les résultats. Les échantillons ayant subi une contamination microbienne et thermo-traités ou contenant des particules visibles ne doivent pas être utilisés. Les échantillons de sérum lipémiques ou hémolysés grossièrement doivent être évités. Suite au prélèvement, le sérum doit être séparé du caillot. Le document H18-A4 du CLSI (anciennement NCCLS) recommande de conserver les échantillons dans les conditions suivantes : 1) Conserver les échantillons à température ambiante pendant 8 heures maximum. 2) Si le test n'est pas réalisé dans les 8 heures, réfrigérer l échantillon entre 2 et 8 C. 3) Si le test n est pas réalisé dans les 48 heures ou si l échantillon doit être transporté, le congeler à -20 C ou moins. Les échantillons congelés doivent être bien mélangés après décongélation et avant le test. Les congélations et décongélations répétées doivent être évitées. Procédure Matériels fournis 708301 20 ANCA (éthanol), plaques à réaction rapide - 12 puits 1 15 ml de conjugué d'igg-fitc avec DAPI 1 0,5 ml de canca positif 1 0,5 ml de panca positif 1 0,5 ml de contrôle négatif du système IFA 2 25 ml de concentré de PBS II (40x) 1 7 ml de support pour préparations microscopiques 1 20 lamelles 1 Notice 2

Matériels supplémentaires requis mais non fournis 1. Eau distillée 2. Conteneur de 1 L (pour diluer le PBS) 3. Micropipettes et pointes jetables 4. Chambre humide 5. Pissettes en plastique ou pipettes de Pasteur 6. Tube de Coplin 7. Microscope à fluorescence Méthode Avant de commencer 1. Ramener tous les réactifs et échantillons à température ambiante (20-26 C) et bien mélanger. 2. Diluer le concentré de PBS : IMPORTANT : Diluer le concentré de PBS selon un rapport 1:40 en ajoutant le contenu du flacon de concentré de PBS à 975 ml d eau distillée ou désionisée et bien mélanger. Le tampon PBS sert à diluer les échantillons de patient et de tampon de lavage. Le tampon dilué peut être conservé jusqu'à 4 semaines entre 2 et 8 C. 3. Diluer les échantillons de patient : a. Dépistage initial : Diluer les échantillons de patient selon un rapport 1:20 avec un tampon PBS dilué (ajouter 50 µl de sérum à 950 µl de tampon PBS). b. Titrage : Pour tous les échantillons positifs, effectuer 2 dilutions en série à partir de la dilution de dépistage initiale avec un tampon PBS dilué (1:40, 1:80, 1:160, 1:320, etc). Par exemple : Prélever 100 μl de dilution 1:20, mélanger avec 100 μl de PBS pour produire une dilution 1:40. Recommencer pour les autres dilutions. Procédure de test 1. Préparation des plaques de substrat : Laisser la plaque de substrat atteindre la température ambiante avant de la retirer de son sachet. L'étiqueter avec un marqueur et la placer dans une chambre humide adaptée. Ajouter 1 goutte (20-25 µl) de contrôles positif et négatif non dilués respectivement dans les puits 1 et 2. Ajouter 1 goutte (20-25 µl) d'échantillon de patient dilué dans les autres puits. 2. Incubation des plaques : Incuber la plaque pendant 30 ± 5 minutes dans une chambre humide (une serviette en papier humidifiée est placée a plat au fond d'un conteneur en plastique ou en verre fermé) pour maintenir des conditions d'humidité appropriées. Ne pas laisser le substrat sécher pendant la procédure de test. 3. Lavage des plaques : Après l incubation, utiliser une pissette en plastique ou pipeter pour éliminer délicatement le sérum à l'aide d'un tampon PBS dilué. Orienter la plaque et appliquer le tampon PBS de façon à limiter le débordement d échantillons d un puits à l autre. Éviter de diriger le flux directement sur les puits pour ne pas endommager le substrat. Si nécessaire, placer les plaques dans un tube de Coplin contenant un tampon PBS dilué pendant 5 minutes maximum. 4. Ajout du conjugué fluorescent : Tapoter le tampon PBS pour éliminer tout excès. Remettre la plaque dans la chambre humide et recouvrir immédiatement chaque puits d'une goutte de conjugué fluorescent. Incuber les plaques pendant 30 + 5 minutes supplémentaires dans l'obscurité. 5. Lavage des plaques : Répéter l étape 3. 6. Couverture à l'aide d'une lamelle : Les procédures de recouvrement varient d'un laboratoire à l'autre, mais la procédure suivante est recommandée : a. Placer une lamelle sur une serviette en papier. b. Appliquer un support pour préparations microscopiques sur une ligne continue au fond de la lamelle. c. Tapoter le tampon PBS pour éliminer l'excès et faire effleurer le bord inférieur de la plaque avec le bord de la lamelle. Abaisser doucement la plaque sur la lamelle de manière à ce que le support pour préparations microscopiques s'écoule sur le bord supérieur de la plaque sans que des bulles d'air ne se forment ou ne soient piégées. 7. Observer les plaques au microscope à fluorescence : Les plaques terminées doivent être conservées entre 2 et 8 C et observées dans les meilleurs délais. Contrôle de qualité Un contrôle positif (canca positif ou panca positif) et le contrôle négatif du système IFA doivent être analysés sur chaque plaque afin de s'assurer que tous les réactifs et procédures produisent les résultats escomptés. D autres sérums de contrôle adaptés peuvent être préparés en aliquotant des échantillons de sérum humain poolés et en les conservant à <70 C. Pour que les résultats de test soient considérés comme valides, tous les critères énumérés ci-dessous doivent être remplis. Si l un d eux ne l est pas, les résultats de test doivent être considérés comme non valides et il devra être répété. 1. La coloration de canca positif non dilué doit être > 3+. 2. La coloration de panca positif non dilué doit être > 3+. 3. Le contrôle négatif du système IFA doit être négatif. Si les contrôles n'apparaissent pas comme décrit, le test n'est pas valide et doit être recommencé. 3

Interprétation des résultats Réactivité négative. L'échantillon est considéré comme négatif si les colorations nucléaire et cytoplasmique spécifiques sont égales ou inférieures au contrôle négatif du système IFA. Les échantillons peuvent révéler divers degrés de coloration de fond en raison d'anticorps hétérophiles ou d'auto-anticorps de faible niveau dirigés contre des composants cytoplasmiques, tels que les protéines contractiles. Réactivité positive. L'échantillon est considéré comme positif si les colorations nucléaire et/ou cytoplasmique spécifiques, décrites ci-dessous, sont supérieures au contrôle négatif et que leur intensité est supérieure ou égale à 1+. Déterminer le degré de fluorescence ou l'intensité à l'aide des critères suivants : 4+ Fluorescence vert pomme brillante 3+ Fluorescence vert pomme vive 2+ Fluorescence positive clairement distinctive 1+ Fluorescence la moins spécifique permettant de distinguer clairement la coloration nucléaire et/ou cytoplasmique de la fluorescence de fond. Interprétation du profil. Différents profils de coloration nucléaire et cytoplasmique peuvent apparaître selon les types et les quantités relatives d'auto-anticorps présents dans l'échantillon. Les types de profils de coloration suivants peuvent être observés : Coloration canca ou cytoplasmique : Ce profil présente généralement une fluorescence cytoplasmique à moucheture grossière, souvent accentuée dans et autour des lobes nucléaires. Ce profil est généralement dû aux anticorps qui réagissent avec l'enzyme granulaire primitive, à savoir la sérine protéase 3 (PR3). Coloration panca ou péri-nucléaire : Ce profil présente généralement une coloration homogène des lobes nucléaires, souvent avec une accentuation péri-nucléaire due aux anticorps qui réagissent avec la myéloperoxydase (MPO), qui est l'enzyme granulaire primitif. Dans la mesure où certains anticorps antinucléaires (ANA) peuvent également réagir avec les noyaux des neutrophiles humains fixés à l'éthanol, il est recommandé de faire une recherche des ANA dans ces échantillons. En outre, ces échantillons peuvent être testés sur des neutrophiles humains fixés au formaldéhyde plutôt qu'à l'éthanol. Le formaldéhyde, qui est un fixateur réticulant, détruit la plupart des antigènes nucléaires. Le profil de coloration périnuclaire devient donc cytoplasmique si l'échantillon contient de la myéloperoxydase. Pour cela, des plaques fixées au formaldéhyde sont disponibles séparément. Limites du test 1. Les échantillons inactivés par la chaleur, hémolysés, ayant subi une contamination microbienne ou partiellement défibrinés peuvent produire une coloration de fond élevée et compliquer l'interprétation. Se munir d'un échantillon frais et recommencer le test. L'ajout de 2 % de sérum albumine ou de bovin au tampon PBS utilisé pour diluer les échantillons peut réduire la coloration de fond des échantillons douteux. 2. Les échantillons ANA positifs peuvent réagir avec les neutrophiles fixés à l'éthanol. Les échantillons nucléaires positifs doivent être testés en termes d'ana et/ou sur plaques de neutrophiles fixés au formaldéhyde. 3. Les neutrophiles humains fixés à l'éthanol renfermant de nombreux antigènes granulaires primitifs, tels que l'élastase, la lactoferrine, la cathepsine G, la protéine cationique 57 et probablement d'autres antigènes neutrophiles encore non identifiés, les échantillons panca ou canca positifs ne sont pas toujours positifs pour les anticorps anti-myéloperoxydase (MPO) ou anti-sérine protéase 3 (PR3) spécifiques. 4. Outre les ANA, d'autres auto-anticorps peuvent aussi réagir avec les neutrophiles humains fixés à l'éthanol, notamment les anticorps anti-muscle lisse (actine) et certains allo-anticorps, tels que Mart ou NB1. 15 Ces derniers réagissent avec le cytoplasme des neutrophiles, mais affichent un profil homogène plutôt qu'à moucheture grossière, comme le ferait une coloration canca type. Les alloanticorps affichent un profil cytoplasmique, mais avec une moucheture bien plus fine que le profil cacan et seul un faible pourcentage de cellules (40 % ou moins, en général) produisent une fluorescence. 5. Il arrive que des échantillons comportent plusieurs auto-anticorps, par exemple, canca et panca ou ANCA plus ANA. 6. Les résultats IFA positifs doivent être confirmés par des dosages immunoenzymatiques de la myéloperoxydase (MPO) et de la protéinse 3 (PR3). 7. Certains patients souffrant d'une maladie inflammatoire chronique intestinale ou d'une rectcolite ulcéro-hérmorragique présentent des anticorps réactifs aux neutrophiles. 16 Le profil de ces échantillons est de type panca sur les neutrophiles fixés à l'éthanol, la coloration péri-nucléaire étant très accentuée. En général, ces échantillons sont négatifs ou produisent une faible fluorescence cytoplasmique homogène sur les plaques de neutrophiles fixés au formaldéhyde. 8. La mauvaise manipulation des plaques pendant la procédure de coloration, notamment leur séchage entre les étapes, peut produire un aspect «lavé» et une coloration de fond élevée. 9. L'utilisation de réactifs provenant d'autres types de kits d'anticorps fluorescents (notamment le conjugué) peut nuire à la sensibilité et à la spécificité des plaques de substrat neutrophile fixé à l'éthanol. 10. Divers facteurs externes influent sur la sensibilité du test, notamment le type de microscope à fluorescence utilisé, la puissance et l'ancienneté de l'ampoule, l'agrandissement choisi, le système de filtre et l'observateur. 4

11. La source lumineuse, les filtres et le système optique de différents microscopes à fluorescence influent sur la sensibilité du kit. La performance du microscope est fortement influencée par le bon entretien, notamment le centrage de la lampe à vapeur et le remplacement de cette lampe après la durée recommandée. 12. Utiliser exclusivement un marqueur pour étiqueter les plaques. L'utilisation de tout autre moyen d'inscription peut entraîner une coloration artificielle. 13. Tous les tubes de Coplin utilisés pour le lavage des plaques doivent être exempts de résidus de colorant. L'utilisation de tubes de Coplin contenant des résidus de colorant peut provoquer une coloration artificielle. 14. Seul, ce test ne doit pas être considéré comme diagnostique. Tous les autres facteurs, y compris les antécédents cliniques du patient et d'autres résultats de tests sérologiques ou de biopsie, doivent également être pris en compte. 15. Les caractéristiques de performance du test n ont pas été établies pour d autres matrices que le sérum. Valeurs attendues Cent quinze échantillons sains randomisés ont été testés sur des plaques NOVA Lite ANCA fixées au formaldéhyde. Ils ont été envoyés dans le cadre d'examens physiques préalables à l'embauche ou d'une visite médicale. Ils ne concernaient donc a priori pas de patients âgés ou pédiatriques. Il s'agissait d'un mélange aléatoire provenant d'hommes et de femmes. Les 115 échantillons étaient négatifs à une dilution de dépistage de 1:20. 45 Wegener, 39 polyartérites microscopiques et 20 glomérulonéphrites à croissant, ainsi que des patients présentant diverses maladies du tissu conjonctif ont été testés. Les résultats sont résumés dans le tableau suivant : Groupe de patients Nombre de patients % positif Randomisation Normales 115 0 Wegener 45 89 (tous canca) Polyartérite microscopique 39 100 (tous panca) Glomérulonéphrite à croissant 20 100 (tous panca) LES 27 7 (panca et canca) Syndrome de Sjogren 21 0 Sclérodermie 15 0 Polymyosite 6 0 Les plaques NOVA Lite ANCA ont été comparées côte à côte avec des préparations de neutrophiles cytocentrifugés utilisées en routine dans un centre universitaire ANCA de référence. Cinquante cinq sérums positifs (23 canca, 28 panca, 4 atypiques) et 14 échantillons ANCA négatif ont été testés. Parmi les 55 échantillons positifs, 54 ont produit un profil de coloration identique sur les plaques NOVA Lite ANCA. Un échantillon canca à faible titrage a produit un résultat négatif sur la plaque INOVA. Les 14 échantillons ANCA négatifs étaient également négatifs sur les plaques NOVA Lite ANCA. Le titrage des 55 échantillons positifs a produit le même résultat sur les deux substrats ou une différence d'une seule dilution double pour 53 des échantillons testés. Les 2 autres échantillons ont divergé de 2 dilutions doubles. Quarante huit échantillons de sérum randomisés, soumis à un grand laboratoire de référence américain en matière de tests ANCA, ont été analysés simultanément pour les ANCA à l'aide de plaques NOVA Lite ANCA et pour les anticorps anti-mpo et anti-pr3 spécifiques à l'aide de kits INOVA QUANTA Lite ELISA. Les résultats sont résumés dans le tableau suivant. Résultat du test IFA Nb d échantillons % positif avec ELISA MPO PR3 négatif 8 0 0 p-anca 13 84 0 canca 21 0 95 canca et panca 5 80 0 Atypique 1 0 0 Huit échantillons étaient ANCA négatifs par immunofluorescence. Avec la méthode ELISA, les huit échantillons étaient négatifs pour MPO et PR3. Les résultats MPO et PR3 allaient de 1 à 5 unités, soit des valeurs très inférieures au seuil positif de 20 unités. Treize échantillons ont été considérés comme panca positifs par la méthode IFA. Onze de ces échantillons étaient MPO positifs et aucun n'était PR3 positif. Vingt-et-un échantillons étaient canca positifs par immunofluorescence. Aucun d'eux n'était MPO positif, alors que 20 des 21 échantillons étaient PR3 positifs. Cinq échantillons ont présenté des profils de type panca et canca avec la méthode IFA. Quatre de ces échantillons étaient MPO positifs et aucun n'était PR3 positif. Un échantillon a été considéré comme panca atypique. Il était négatif sur les kits MPO et PR3. 5

Concordance des résultats ANCA : ELISA vs IFA Bien que la MPO et la PR3 soient des antigènes majeurs renfermant ce qui peut être identifié comme des profils panca et canca, l'utilisateur doit savoir que des anticorps réagissant avec plusieurs autres enzymes granulaires primitifs des neutrophiles peuvent également produire des profils canca et panca par immunofluorescence sur neutrophiles fixés à l'éthanol. Cela s'applique notamment aux anticorps panca, où au moins 3 autres auto-anticorps réagissant avec d'autres antigènes que la MPO peuvent produire un profil IFA de type panca. Pour illustrer ce propos, les échantillons des groupes Wegener, polyartérite microscopique et glomérulonéphrite à croissant cités précédemment, et les 48 échantillons envoyés pour des tests sérologiques de routine concernant la vascularite, ont été regroupés. Les résultats des tests par immunofluorescence sur neutrophiles humains fixés à l'éthanol et ELISA sont présentés ci-dessous. QUANTA Lite PR-3 IgG + - + 60 6 Sensibilité relative 90,9% canca IFA Spécificité relative 98,8% - 1 85 Concordance 95,4% QUANTA Lite MPO IgG + - + 47 30 Sensibilité relative 61,0% panca IFA Spécificité relative 100% - 0 75 Concordance 80,3% Parmi les 66 échantillons canca positifs avec la méthode IFA, 6 étaient négatifs pour PR3 et 1 était positif avec la méthode ELISA, mais négatif avec la méthode IFA. Parmi les 77 échantillons panca positifs avec la méthode IFA, 30 étaient négatifs avec la méthode ELISA spécifique à la MPO. Aucun échantillon panca négatif avec la méthode IFA n'a été positif avec la méthode ELISA spécifique à la MPO. 6

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