v5 1 PRELEVEMENT ET CONSERVATION DES ECHANTILLONS INDEX 1. Bonne pratique de prélèvements...2 1.1 Avantages des prélèvements sous vides par rapport à la seringue...2 1.2 Préparation du patient:...2 1.3 Préparation et inspection du matériel à utiliser...2 2. Technique générale de prélèvement sous vide...3 2.1 Choix des aiguilles...3 2.2 Prise de sang de routine...3 2.3 Hémocultures...4 2.3.1 Considération générale...4 2.3.2 Préparation cutanée du patient:...4 2.3.3. Prélèvement...4 3. Conservation des échantillons en attendant l'acheminement vers le laboratoire...5 3.1 Généralités...5 3.2 En pratique...5 4. Prélèvements à garder dans la glace immédiatement après prélèvement...5 5. Logbook des problèmes de prélèvements...5
2 1. Bonne pratique de prélèvements 1.1 Avantages des prélèvements sous vides par rapport à la seringue Ces avantages sont tellement évidents qu'ils ne sont plus repris dans les références récentes traitant ce sujet, néanmoins citons les points les plus importants: 1. qualité analytique du prélèvement, propreté de la procédure a. le vide contrôle le rapport optimal entre le volume de sang et les anticoagulants (tube citraté pour la coagulation, ), plus de taches de sang (système fermé) 2. confort pour le patient: a. la sensation d'inconfort (douleur) provient essentiellement du fait de" pomper" le sang, 3. confort et sécurité pour le préleveur: a. cette technique ne nécessite plus de volumes exacts à transvaser de la seringue vers les tubes, donc moins de probabilité de contamination 4. moins de volumes de déchets à traiter: a. plus de seringue à utiliser : aspect écologique et environnemental non négligeables 5. aspect économique évident a. économie de la seringue 1.2 Préparation du patient: 1. La plupart des prélèvements nécessitent 12 h de jeun du patient et l'abstention d'effort physique inhabituel ( CPK, ) 2. Si dosage de médicaments (monitoring thérapeutique) : prélèvement en phase "plateau" (exemple Digoxine ±8h après dernière prise) 3. Le meilleur moment sauf urgence ou effet de rythme circadien particulier recherché (minimum cortisol à 17h ) est entre 7 et 9 h 4. Le patient doit être au repos, assis ou couché. 5. Eviter que le patient soit stressé: prélever avant les examens programmés: palpations, endoscopie, 6. Si prélèvements répétés: garder le patient dans la même position (assis ou couché) 7. Si prélèvements via cathéter: écarter les 5 premiers millilitres au moins 8. S assurer de l identité du patient et de l adéquation du bon de demande 1.3 Préparation et inspection du matériel à utiliser Vérifier surtout la date de péremption des tubes, ensuite rassembler sur un portoir les tubes à utiliser en respectant si possible, la séquence suivante de prélèvement: 1. d'abord les tubes sérum (bouchon jaune): biochimie, hormonologie, sérologie 2. tube VS (bouchon noir) 3. tube citraté (bouchon bleu) à remplir correctement : jusqu à la flèche (épuisement du vide) : ratio sang anticoagulant critique
3 4. tube hépariné (bouchon vert) : peu utilisé sauf pour analyses rares (caryotype, ), double emploi avec sérum 5. tube EDTA (bouchon mauve) : hématologie 6. tube oxalate/fluorure (bouchon gris) : glycémie 2. Technique générale de prélèvement sous vide 2.1 Choix des aiguilles 1. utiliser de préférence des aiguilles jaunes (20G, 0.9 x 40 mm) : bon compromis. Ces aiguilles permettent un débit rapide et une préservation optimale du sang du risque de l hémolyse (plus fréquent avec des aiguilles vertes ou noires plus étroites) 2. personnes difficiles à piquer (obèses, enfants, ) utiliser un papillon vert «Safety-Lok» (21G, 0.8X19x178 mm) 2.2 Prise de sang de routine 1. lire la demande et préparer le portoir des tubes requis ainsi qu'un manchon (holder), un tampon alcolisé, un tampon d ouate propre et un sparadrap 2. le préleveur se désinfecte les mains avec un gel alcool par exemple (Alcogel 70% éthanol) 3. inspecter le bras pour choisir le site optimal de ponction 4. désinfecter le site avec de l'alcool éthylique ou isopropylique à 70% (tampon alcolisé) 5. porter (éventuellement) des gants et protéger impérativement les blessures ou crevasses de la main du préleveur. 6. mettre le garrot, le patient ne doit pas pomper (interférences: K, lactates, hormones, ) 7. pratiquer une ponction nette 8. desserrer le garrot quand le sang coule dans le 1 er tube 9. respecter autant que possible l'ordre de remplissage des tubes 10. pour les tubes avec anticoagulants, veiller au remplissage complet des tubes (surtout le citraté pour la coagulation) 11. mélanger tous les tubes délicatement au fur et à mesure des remplissages successifs, (pas les secouer) 2 X par retournement 12. retirer l'aiguille du bras d'un coup sec 13. placer un morceau d'ouate sec et demander au patient d'appuyer dessus 14. écarter l'aiguille en évitant de se piquer et la jeter dans un container adapté (utiliser un manchon spécial qui libère l'aiguille directement dans le container) 15. remélanger tous les tubes 10 x au moins par retournement 16. mettre un pansement sur le site de ponction (appuyer plus longtemps, emballer le bras en cas de prise d'anticoagulants et demander au patient d attendre quelques minutes dans la salle d attente tout en appuyant sur son pansement). 17. mettre en garde le patient contre tout un mouvement brusque ou effort évitable avec le bras qui a subi la ponction pendant 30 minutes 18. identifier chaque tube en notant le nom et le prénom du patient (y compris les pots d urines et les prélèvements de bactériologie) 19. sur les frottis de bactériologie : inscrire en plus l origine du prélèvement : gorge, nez, oreille, ) 20. identifiez-vous en paraphant le bon de demande d'analyses, noter la date et l heure à l endroit prévu de la demande (action exigée par l'accréditation)
4 21. mettre tous les échantillons ainsi que la demande dans un sachet individuel en plastic et le fermer hermétiquement 22. manipuler délicatement les sachets contenant les tubes. 2.3 Hémocultures 2.3.1 Considération générale 1. Les flacons d hémoculture (BioMérieux) sont stockés à la température ambiante (entre 2 c et 25 c) 2. les échantillons de sang doivent être prélevés avant la mise en place d'une antibiothérapie ou avant l'administration d'une nouvelle dose 3. les échantillons doivent de préférence être prélevés en dehors de tout autre prélèvement sanguin, si impossible, prélever les hémocultures en premier lieu 4. les échantillons doivent être prélevés lors de l'apparition des premiers signes de fièvre toujours par paire: 2 flacons Hemoline Duo-F 5. il peut s'avérer nécessaire d'effectuer 1 à 5 hémocultures à intervalles données (24h) en fonction de l'état clinique du patient (endocardite), varier alors les sites de prélèvements 6. le flacon aérobie «HPD AER» est à prélever en premier lieu (bouchon vert) 7. le flacon anaérobie «HPA ANAER» est à prélever en second (bouchon rouge) 2.3.2 Préparation cutanée du patient: 1. la désinfection préalable des mains du préleveur à l'alcool à 70% est impérative 2. désinfecter soigneusement le site de ponction avec une solution alcoolique éthylique ou isopropylique à 70%, laisser sécher puis désinfecter avec une solution iodée à 2% ou Isobetadine, laisser la peau sécher avant de piquer 2.3.3. Prélèvement 1. préparer une paire de flacons HPD et HPA (BioMérieux) 2. ne pas dévisser le capuchon mais retirer la protection en plastique transparent coiffant la partie supérieure du flacon d'hémoculture et les garder pour reboucher les flacons après prélèvement 3. désinfecter la partie visible du bouchon en plastique et son capuchon de protection avec l'alcool isopropylique ou éthylique 70%, laisser sécher 4. prélever environ 2X : 8-10 ml de sang dans chaque flacon à l'aide d'un manchon spécial adaptable aux flacons et à l'aide d'une aiguille jaune Vacutainer (20G) système sous vide, ou utiliser un papillon vert (21G) sans manchon, à défaut utiliser une seringue, respecter les règles d asepsie 5. remplir d'abord le flacon aérobie (bouchon vert) puis le flacon anaérobie (bouchon rouge) 6. retirer l'aiguille et l'écarter dans un container approprié 7. mélanger délicatement le contenu 3X par retournement, reboucher avec les capuchons de protection 8. inscrire le nom du patient, la date, l'heure, le mode de prélèvement le cas échéant (ponction percutanée, cathéter veineux central, cathéter artériel) 9. incuber les flacons, si possible, à une température entre 30-37 c en attendant de les envoyer au laboratoire, ne pas les garder au frigo!
5 3. Conservation des échantillons en attendant l'acheminement vers le laboratoire 3.1 Généralités 1. il convient d'acheminer rapidement les échantillons au laboratoire (idéalement dans les 2h) 2. les conditions extrêmes de température pour une conservation acceptable sont entre 4 et 25 c, sauf hémoculture et LCR gardés à 37 c 3. les conditions idéales de température sont comprises entre 10 et 22 c 3.2 En pratique 1. quand le labo passe le jour même a. garder les échantillons à température ambiante (à condition qu'elle soit comprise entre 10 et 22 c) pour éviter l'hémolyse des globules si gardés à température basse ( K, LDH augmentés, ) b. si température ambiante est supérieure à 25 c garder les échantillons dans un frigo réglé à 10 c, les chauffeurs utilisent un bac de transport réfrigéré 2. si prélèvements tardifs non urgents, a. garder les échantillons y compris les urines dans un frigo réglé à10 c sauf hémocultures et LCR. b. Centrifuger si possible les tubes sérums et glucose 15 à 3000 tpm et les garder en position verticale au frigo après centrifugation. 3. garder les frottis bactériologiques également au frigo (réglé entre 4 et 10 ) 4. Prélèvements à garder dans la glace immédiatement après prélèvement 1. mettre le prélèvement en contact indirect (tube dans un tube ou un pot) avec des glaçons dans un sachet en plastic fermé hermétiquement ou 2. si vous avez un dispositif spécial (Sarstedt, verzendverpakking voor koeltransport) à garder dans un freezer, le sortir du freezer et mettre le tube dedans 3. les analyses peu courantes et les principales analyses à garder et à transporter avec la glace cfr. N-AQ-PrelevSpe-F 5. Logbook des problèmes de prélèvements 1. Tous les problèmes de prélèvements et les actions correctives devront être inscrites dans le logbook des prélèvements par la personne qui a effectué les prélèvement : L-Problèmes- Prélèv-Localisation 2. remplir toutes les colonnes du logbook : date, lieu, nom prénom du patient, n de réf., le nom du préleveur, problème, action corrective, signature du préleveur. 3. Exemples de problèmes :
6 a. oubli de prélever un tube ou un test b. mauvaise conservation d un tube c. prise de sang difficile ou non réussie d. patient piqué > 2 fois e. plainte exprimée par le patient f. temps d attente pour effectuer le prélèvement anormalement long 4. Le logbook des sites périphériques (Scheutbos) est à faire signer par le directeur du nursing et à nous faire parvenir au laboratoire le 1 er de chaque mois pour le mois précédent, à l attention du responsable des prélèvements.