C'est la raison pour laquelle nous recommandons absolument de réaliser les activités énumérées ciaprès:

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1 02/07 27 juin 2007 Recommandations relatives aux Bonnes Pratiques ("Best Practice") quant à la manipulation quotidienne des systèmes COBAS AmpliPrep, COBAS TaqMan et COBAS TaqMan 48 Produits Référence Nom du test COBAS AmpliPrep/COBAS TaqMan HBV (VHB), CE-IVD COBAS AmpliPrep/COBAS TaqMan HCV (VHC), CE-IVD COBAS AmpliPrep/COBAS TaqMan HIV-1 (VIH-1), CE-IVD Modifications apportées Les nouveaux tests COBAS AmpliPrep/COBAS TaqMan se caractérisent non seulement par une sensibilité élevée, mais possèdent également un large domaine de mesure linéaire par rapport à la génération de dosages précédente. La réalisation des tests est entièrement automatique, y compris la préparation des échantillons, l'amplification, la détection, ainsi que le calcul des résultats. Afin d'atteindre cette performance de test optimale, il est nécessaire d'effectuer un entretien des appareils à des intervalles de temps réguliers (Maintenance Quotidienne/Périodique - "Daily/Periodic Maintenance"). C'est la raison pour laquelle nous recommandons absolument de réaliser les activités énumérées ciaprès: Respect des "Bonnes pratiques de laboratoire" (BPL) générales pour un laboratoire de biologie moléculaire pratiquant la PCR Entretien effectué avec beaucoup de soin sur l'appareil COBAS AmpliPrep ainsi que sur les analyseurs COBAS TaqMan et COBAS TaqMan 48 Cette "User Info" décrit la procédure des Bonnes Pratiques ("Best Practice") à suivre pour effectuer les tests et l'entretien des systèmes COBAS AmpliPrep, COBAS TaqMan et COBAS TaqMan 48. Ces activités de Bonnes Pratiques ("Best Practice") doivent être effectuées quotidiennement jusqu'à nouvel ordre. Même en cas d'impuretés (formation de gouttes) ou d'erreurs de fonctionnement (crashs) de l'appareil COBAS AmpliPrep, vous devriez utiliser les systèmes COBAS TaqMan ou COBAS Taq- Man 48. 1

2 Cette "User Info" est à considérer conjointement aux contenus des notices d'emballages, des manuels techniques d'appareils et des procédures de maintenance du logiciel AMPLILINK. Mesures à prendre Bonnes Pratiques de Laboratoire (BPL) générales Manipulation des tubes-échantillons primaires dans une zone du laboratoire spécialement réservée à cet effet, de préférence sous hotte à flux laminaire, donc dans un environnement parfaitement stérile (zone des tubes-échantillons primaires). L'appareil COBAS AmpliPrep et l'analyseur COBAS TaqMan ou TaqMan 48 peuvent se trouver dans la même zone, du moment qu'il ne s'agit pas de la zone des tubes-échantillons primaires. La blouse et les gants de laboratoire doivent être changés au moins à chaque passage d'une pièce (zone) vers une autre. Les récipients destinés aux déchets du laboratoire devraient être munis de couvercles et s'ils sont prévus pour être réutilisés à plusieurs reprises, ces récipients devront être équipés d'un sac pour déchets résistant à toute forme de perçage. Les récipients contenant les déchets doivent être vidés au moins une fois par jour. Les gants sans poudre sont obligatoires dans le cadre de la réalisation de toutes les étapes importantes de la PCR; ils doivent en outre être fréquemment changés au cours de l'ensemble de la procédure (afin d'empêcher toute contamination). Il faut veiller à ce que les portes ainsi que les fenêtres du laboratoire restent fermées en permanence. Afin de réduire l'introduction de poussière dans les locaux, il est possible de placer sur le sol des zones d'accès au laboratoire, des tapis permettant de fixer la poussière; il est également possible d'employer des dispositifs à mettre par-dessus les chaussures ou bien des chaussures spécifiquement conçues pour un usage en laboratoire. Bonnes Pratiques ("Best Practice") de Maintenance Les procédures d'entretien (Maintenance) doivent être effectuées pour les composants du système mentionnés comme décrit ci-après: Remarque: Ces recommandations quant à la réalisation de l'entretien comprennent des étapes et des matériaux supplémentaires, qui ne figurent pas dans le manuel technique du logiciel AMPLILINK. Matériaux requis: Ethanol à % (indépendamment des directives locales en vigueur) Des serviettes en papier non pelucheux (par ex: Kimtech Science Precision Wipes Tissue Wipers, Cat n 7106) Coton tiges Eau désionisée, distillée Solution de décontamination des surfaces DNA AWAY (Roth, Cat n X996.1 ou Molecular BioProducts Inc., Cat n 7010) Remarque: Avant l'application de la solution DNA AWAY, les recommandations du fabricant doivent être lues très attentivement et le flacon doit être correctement marqué comme contenant cette solution. 2

3 Pour obtenir de plus amples informations, voir le site Internet ou La solution DNA AWAY devrait toujours être utilisée conformément aux recommandations et directives du fabricant. Sac pour déchets présentant un risque biologique - "Waste bag biohazard" (N de référence: ) Gants sans poudre Recommandations générales: Tous les instruments doivent être nettoyés en commençant par de l'eau désionisée ou distillée, puis dans un deuxième temps avec de l'éthanol à %. Toute surface des systèmes identifiée dans la "User Info" sera nettoyée avec des serviettes neuves en papier non pelucheux, ainsi qu'avec le liquide approprié. Le liquide doit être appliqué sur la serviette en papier non pelucheux, de sorte que ce dernier soit humide, sans pour autant goutter au moment de laver les surfaces de l'instrument COBAS AmpliPrep et des analyseurs COBAS TaqMan ou COBAS TaqMan 48. NE JAMAIS vaporiser les liquides directement dans l'appareil. Appareils: L'appareil COBAS AmpliPrep devrait rester en marche en permanence, sauf pour la réalisation de la procédure d'entretien journalière (Maintenance Quotidienne - "Daily Maintenance"). Au cas où l'appareil devait rester éteint pendant un intervalle de temps prolongé, il sera de nouveau opérationnel après le redémarrage à l'aide d'un amorçage étendu ("EXTENDED PRIME"). Il est déconseillé de laisser l'appareil éteint pendant plus de quelques jours à peine. Ne jamais transvaser le réactif de nettoyage "COBAS AmpliPrep Wash Reagent" d'un récipient dans un autre. Les restes du réactif de nettoyage "COBAS AmpliPrep Wash Reagent" doivent être éliminés. Le numéro de lot du réactif de nettoyage "COBAS AmpliPrep Wash Reagent" ainsi que la date du changement de tampon devraient être documentés. Bonnes Pratiques ("Best Practice") à adopter pour la manipulation des tubes-échantillons primaires Les échantillons contenus dans les tubes primaires devraient être pipetés dans un espace spécialement réservé à cet effet au sein du laboratoire, de préférence sous une hotte à flux laminaire (degré de stérilité maximal). La surface de travail et les pipettes doivent être nettoyées immédiatement avant le pipetage dans les tubes S (tubes secondaires ou aliquots), conformément aux standards de qualité propres du laboratoire. Les gants doivent être changés après le nettoyage de la surface de travail; il en va de même pour les pipettes avant le pipetage. Cette étape de lavage devrait être répétée une fois le pipetage terminé. Lors du passage de la zone où sont manipulés les tubes-échantillons primaires vers celle où se trouve le COBAS AmpliPrep, la blouse ainsi que les gants de laboratoire doivent être changés. 3

4 Bonnes Pratiques ("Best Practice") à adopter pour effectuer une série de tests, puis pour terminer cette série Pour le chargement et le déchargement des réactifs et des échantillons sur/de l'appareil COBAS AmpliPrep, il est nécessaire d'utiliser de nouveaux gants ainsi qu'une nouvelle blouse de laboratoire. L'appareil COBAS AmpliPrep devrait être chargé uniquement avec le nombre de consommables nécessaires. Ne pas charger de SPU ("Sample Processing Units") (24), portoir K-tip ou portoir K-tube supplémentaires. Après la série, toutes les unités de traitement d'échantillons (SPU) et S-tubes (secondaires ou aliquots) usagés doivent être éliminés conformément aux directives locales. Lors de l'élimination des SPU, il faut faire particulièrement attention à éviter toute projection. Des SPU non utilisées peuvent être recouvertes avec le couvercle blanc pour SPU (employé lors de la livraison), puis stockées dans un endroit propre (conformément aux directives spécifiques du laboratoire). Ces SPU peuvent être utilisées pour les séries à venir. Les racks contenant des K-tips et K-tubes non utilisés resteront sur le COBAS AmpliPrep jusqu'à réutilisation: ATTENTION: Des racks entamés qui ont déjà été sortis de l'appareil une fois ne peuvent PLUS être réutilisés. A la fin d'une journée de travail ou bien avant d'effectuer la procédure de Maintenance Quotidienne ("Daily Maintenance"), tous les racks de l'appareil COBAS AmpliPrep ainsi que de l'analyseur COBAS TaqMan doivent être nettoyés à l'aide de la solution DNA AWAY. Il conviendra ensuite de rincer avec le plus grand soin avec de l'eau désionisée ou distillée, suivie d'éthanol à %. Les racks nettoyés devraient être stockés dans un endroit propre et fermé, qui leur a été spécialement réservé. La lumière ultraviolette de l'appareil COBAS AmpliPrep devrait être allumée une fois la journée de travail terminée; au cas où l'instrument n'est pas utilisé tous les jours, il faut toutefois allumer la lumière au moins 2 fois par semaine. ATTENTION: Tous les racks-réactifs et les racks-échantillons doivent être retirés de l'appareil avant que la lumière UV ne soit allumée. ATTENTION: Les K-tips et K-tubes non usagés qui restent dans l'appareil COBAS AmpliPrep doivent être recouverts avant que la lumière UV ne soit allumée. Bonnes Pratiques de Maintenance Quotidienne ("Daily Maintenance") Instrument COBAS AmpliPrep Il convient d'effectuer la procédure de Maintenance Quotidienne ("Daily Maintenance") au début de la journée de travail. Les données indiquées ci-après remplacent les procédures de Maintenance Quotidienne ("Daily Maintenance Service Actions") décrites dans le logiciel AMPLILINK. 1. Eteindre l'appareil COBAS AmpliPrep. 2. Vider le bidon de vidange (Enlever d abord le support noir du détecteur vissé sur le bidon). Rincer le bidon et le support noir avec de l eau désionisée ou distillée. Essuyez complètement la bouche du bidon de vidange, de la poignée et du support noir avec de l'éthanol à %. Changer de gants! 4

5 3. Frotter la face interne du couvercle principal ("Main Cover") en commençant par une serviette en papier non pelucheux humidifiée avec de l'eau désionisée ou distillée, puis avec une nouvelle serviette en papier humidifiée avec de l'éthanol à %. 4. Essuyer les blocs d'initialisation (Pos. 1, Figure 1) avec une serviette en papier non pelucheux humidifiée avec de l'eau désionisée ou distillée, puis avec une nouvelle serviette en papier humidifiée cette fois-ci avec de l'éthanol à %. 5. Essuyer le couvercle en plastique autour des blocs d'initialisation (Pos. 2, Figure 1) ainsi que le couvercle en plastique situé à l'arrière (Pos. 2, Figure 1) avec une serviette en papier non pelucheux humidifiée avec de l'eau désionisée ou distillée, puis frotter avec une nouvelle serviette en papier humidifiée cette fois-ci avec de l'éthanol à %. Figure 1: Zone de travail du COBAS AmpliPrep 6. Frotter le couvercle de la plate-forme de racks (Pos. 3a, Figure 1) avec une serviette en papier non pelucheux humidifiée avec de l'eau désionisée ou distillée, puis avec une nouvelle serviette en papier humidifiée cette fois-ci avec de l'éthanol à %. 7. Frotter la surface de la zone de chargement des racks ("Rack Loading Area") (Pos 3b, Figure 1) avec une serviette en papier non pelucheux humidifiée avec de l'eau désionisée ou distillée, puis avec une nouvelle serviette en papier humidifiée cette fois-ci avec de l'éthanol à %. 8. Frotter la surface de l'incubateur pour unités de traitement d'échantillons (SPU) (Pos 4, Figure 1) à l'aide d'une serviette en papier non pelucheux humidifiée avec de l'eau désionisée ou distillée, puis avec une nouvelle serviette en papier humidifiée cette fois-ci avec de l'éthanol à %. 9. Frotter les positions vides de la zone «Output» puis la station de séparation et la zone d incubation (Pos 5, Figure 1) avec une serviette en papier non pelucheux humidifiée avec de l'eau désionisée ou distillée, puis avec une nouvelle serviette en papier humidifiée cette fois-ci avec de l'éthanol à %. ATTENTION: Les consommables se trouvant dans les racks et qui sont en cours d'utilisation ne devraient pas être touchés pendant la procédure de nettoyage et ils devraient être recouverts au préalable le cas échéant. 10. Déplacer les têtes de transfert ("Transfer Head") manuellement au milieu de l'appareil: frotter la surface des deux tours de nettoyage (Pos 6, Figure 1) à l'aide d'une serviette en papier non pelucheux humidifiée avec de l'eau désionisée ou distillée, puis à l'aide d'une nouvelle serviette en papier non pelucheux humidifiée avec de l'éthanol à %. 11. Si les portoirs pour K-tubes ("K-Carrier") se trouvent dans les positions qui leur ont été attribuées ("Park positions"), il conviendra de les retirer pour les frotter à l'aide d'une serviette en papier non pelucheux humidifiée avec de la solution DNA AWAY, puis d'une serviette en papier non pelucheux humidifiée avec de l'eau désionisée ou distillée, et enfin à l'aide d'une nouvelle serviette en papier humidifiée cette fois-ci avec de l'éthanol à %. 12. Frotter les positions ("Park positions") attribuées aux portoirs pour K-tubes ("K-Carrier") (Pos 7, Figure 1) à l'aide d'une serviette en papier non pelucheux humidifiée avec de l'eau désionisée 5

6 ou distillée, puis enfin à l'aide d'une nouvelle serviette en papier humidifiée avec de l'éthanol à %. Replacer les portoirs pour K-tubes ("K-Carrier") retirés et nettoyés dans la position qui leur a été attribuée ("Park position"). 13. Nettoyer l'aiguille-réactif à l'aide d'une serviette en papier non pelucheux humidifiée avec de l'eau désionisée ou distillée, puis enfin à l'aide d'une nouvelle serviette en papier humidifiée avec de l'éthanol à %, et s'assurer qu'il ne reste aucune goutte ni cristaux salins. MISE EN GARDE: Lors du nettoyage des aiguilles, il conviendra de travailler avec un maximum de précaution afin d'éviter toute blessure. 14. Nettoyer la partie frontale du bras de préhension des tubes ("Tube Handler") à l'aide d'une serviette en papier non pelucheux humidifiée avec de l'eau désionisée ou distillée, puis enfin à l'aide d'une nouvelle serviette en papier humidifiée cette fois-ci avec de l'éthanol à % (Figure 2). Figure 2: Partie frontale du bras de préhension des tubes ("Tube Handler") 15. Nettoyer la pince pour unité de traitement d'échantillons ("SPU Gripper") à l'aide d'une serviette en papier non pelucheux humidifiée avec de l'eau désionisée ou distillée, puis avec une nouvelle serviette en papier humidifiée cette fois-ci avec de l'éthanol à % (Figure 3). ATTENTION: Veuillez éviter les endroits gras de la pince à SPU ("SPU Gripper") en les laissant tels quels. Figure 3: Pince à SPU ("SPU Gripper") 16. Frotter les surfaces de la pince pour SPU ("SPU Gripper") avec une serviette en papier non pelucheux ou un tampon en coton humidifiée avec de l'eau désionisée ou distillée, puis avec une nouvelle serviette en papier ou un nouveau tampon en coton humidifié avec de l'éthanol à % (Figure 4). ATTENTION: Après le nettoyage, vérifier l'absence de peluches ou restes de papier, puis les éliminer le cas échéant. 6

7 Figure 4: Pince à SPU ("SPU Gripper") 17. Les détecteurs et les barrages optiques sur les deux têtes de transfert ("Transfer Head") devraient être nettoyés au moins une fois par mois (ou bien lorsque des impuretés visibles rendent un nettoyage nécessaire) avec une serviette neuve en papier non pelucheux, humidifiée uniquement avec de l'eau désionisée ou distillée. Frotter ensuite avec une nouvelle serviette en papier non pelucheux de manière à faire sécher le tout. 18. Ouvrir le clapet de chargement et nettoyer avec une serviette neuve en papier non pelucheux humidifiée avec de l'eau désionisée ou distillée, puis avec une nouvelle serviette en papier humidifiée avec de l'éthanol à %. 19. Refermer le couvercle principal ("Main Cover"). 20. Nettoyer la surface externe de l'instrument, en particulier la face externe du couvercle principal et le clapet de chargement à l'aide d'une serviette en papier non pelucheux humidifiée avec de l'eau désionisée ou distillée, puis enfin à l'aide d'une nouvelle serviette en papier humidifiée cette fois-ci avec de l'éthanol à %. La face arrière peut être laissée de côté pour le nettoyage quotidien. En fonction de la quantité de poussière présente dans la pièce, la face arrière est à dépoussiérer à des intervalles de temps définis. ATTENTION: Cette étape n'est pas strictement obligatoire quotidiennement, mais elle doit être effectuée au moins une fois par semaine. 21. Mettre l'appareil en marche. 22. Une fois l'initialisation terminée, les seringues et les joints devraient être contrôlés quant à leur étanchéité ainsi qu'à l'absence de bulles d'air. En cas de bulles d'air visibles, il conviendra d'effectuer un amorçage étendu (EXTENDED PRIME). 23. Les compteurs des procédures de Maintenance Quotidienne ("Daily Maintenance Service") doivent être actualisés une fois la Maintenance Quotidienne terminée; cette actualisation est lancée en sélectionnant le bouton "Service Due" dans le logiciel AMPLILINK, puis terminée en appuyant sur DONE. ATTENTION: Une fois que la journée de travail est terminée ou bien après la réalisation de la Maintenance Quotidienne ("Daily Maintenance"), tous les racks de l'instrument COBAS AmpliPrep et des analyseurs COBAS TaqMan ou COBAS TaqMan 48 devraient être nettoyés avec de la solution DNA AWAY, avant d'être soigneusement rincés à l'eau désionisée ou distillée, puis à l'éthanol à % (se référer également au paragraphe "Les Bonnes Pratiques ("Best Practice") à adopter pour effectuer une série de tests, puis pour terminer cette série"). 7

8 Bonnes Pratiques de Maintenance Quotidienne ("Daily Maintenance") Instrument COBAS TaqMan 96 Il convient d'effectuer la procédure de Maintenance Quotidienne ("Daily Maintenance") au début de chaque journée de travail. Les données indiquées ci-après remplacent les procédures de Maintenance Périodique ("Periodic Maintenance Service Actions") décrites dans le manuel technique du logiciel AMPLILINK. 1. Eteindre l'analyseur. 2. Retirer le récipient pour déchets contenant les portoirs pour K-tubes ("K-Carrier"). 3. S'assurer que le sac pour déchets rempli de K-tubes est fermé avant de le jeter. Eliminer le sac de déchets conformément aux directives locales en vigueur. Jeter immédiatement les déchets en dehors du laboratoire dans la mesure du possible. 4. Nettoyer le récipient pour déchets qui contenait les K-tubes avec de la solution DNA AWAY, de l'eau désionisée ou distillée, puis avec de l'éthanol à %, en utilisant respectivement une serviette neuve en papier non pelucheux. Changer de gants! 5. Retirer le portoir pour K-tubes ("K-Carrier") et les racks-échantillons. Les portoirs pour K-tubes ("K-Carrier") contenant des K-tubes factices ("Dummy K-Tubes") restent dans la position ("Park position") correspondante (Pos. F, Figure 5). Figure 5: Zone de travail du COBAS TaqMan 6. Nettoyer le portoir de K-tubes ("K-Carrier") et les racks-échantillons avec de la solution DNA AWAY, de l'eau désionisée ou distillée, puis avec de l'éthanol à %, en utilisant respectivement une serviette neuve en papier non pelucheux. 7. Nettoyer la face interne du couvercle principal ("Main Cover") avec de l'eau désionisée ou distillée, puis avec de l'éthanol à %, en utilisant toujours des serviettes neuves en papier non pelucheux. 8. Nettoyer la station de vidange ainsi que la région environnante (Pos A, Figure 5) avec de l'eau désionisée ou distillée, puis avec de l'éthanol à %, en utilisant toujours des serviettes neuves en papier non pelucheux. 9. Nettoyer les couvercles des thermocycleurs ainsi que la région environnante (Pos C, Figure 5) avec de l'eau désionisée ou distillée, puis avec de l'éthanol à %, en utilisant toujours des serviettes neuves en papier non pelucheux. 8

9 10. Nettoyer la zone de chargement des échantillons ("Sample Loading Area") (Pos D, Figure 5), y compris la face interne du clapet de chargement, avec de l'eau désionisée ou distillée, puis avec de l'éthanol à %, en utilisant toujours des serviettes neuves en papier non pelucheux. 11. Nettoyer le bloc d'initialisation ainsi que la région environnante (Pos E, Figure 5) avec de l'eau désionisée ou distillée, puis avec de l'éthanol à %, en utilisant toujours des serviettes neuves en papier non pelucheux. 12. Nettoyer les positions 5 à 12 du portoir de K-tubes ("K-Carrier") (Pos F, Figure 5) avec de l'eau désionisée ou distillée, puis avec de l'éthanol à %, en utilisant toujours des serviettes neuves en papier non pelucheux. 13. Mettre le portoir de K-tubes ("K-Carrier") contenant des K-tubes factices ("Dummy K-Tubes") en position ("Park position") n Nettoyer les positions ("Park positions") 1 à 4 du portoir de K-tubes ("K-Carrier") (Pos F, Figure 5), comme décrit à l'étape Remettre le portoir de K-tubes ("K-Carrier") contenant des K-tubes factices ("Dummy K- Tubes") de la position 5 en position 2, conformément à la représentation sur la figure 5. ATTENTION: Les K-tubes factices ("Dummy K-Tubes") devraient être renouvelés au moins une fois par semaine. 16. Nettoyer la partie frontale du bras de préhension des tubes ("Tube Handler") (Figure 6) avec de l'eau désionisée ou distillée, puis avec de l'éthanol à %, en utilisant toujours des serviettes neuves en papier non pelucheux. Eviter tout contact avec la tête de transfert ("Transfer Head"). Figure 6: Partie frontale du bras de préhension des tubes ("Tube Handler") 17. Remettre les portoirs pour K-tubes ("K-Carrier") vides aux positions ("Park positions") 9 à Fermer le couvercle principal ("Main Cover"). 19. Nettoyer la surface externe de l'instrument, en particulier la face externe du couvercle principal et le clapet de chargement à l'aide d'une serviette en papier non pelucheux humidifiée avec de l'eau désionisée ou distillée, puis enfin à l'aide d'une nouvelle serviette en papier humidifiée cette fois-ci avec de l'éthanol à %. La face arrière peut être laissée de côté lors du nettoyage quotidien. En fonction de la quantité de poussière présente dans la pièce, la face arrière est à dépoussiérer à des intervalles de temps définis. ATTENTION: Cette étape n'est pas strictement obligatoire quotidiennement, mais elle doit être effectuée au moins une fois par semaine. 20. Mettre l'appareil en marche. 21. Munir le récipient pour déchets destiné aux K-tubes d'un nouveau sac pour déchets et remettre le récipient avec son sac dans l'analyseur COBAS TaqMan. 22. Dans le logiciel AMPLILINK, confirmer que le récipient pour déchets est vide ("Waste Bin is empty"). 9

10 Bonnes Pratiques de Maintenance Quotidienne ("Daily Maintenance") Instrument COBAS TaqMan 48 Il convient d'effectuer la procédure de Maintenance Quotidienne ("Daily Maintenance") au début de chaque journée de travail. Les données indiquées ci-après remplacent les procédures de Maintenance Périodique ("Periodic Maintenance Service Actions") décrites dans le manuel technique du logiciel AMPLILINK. 1. Retirer le portoir de K-tubes ("K-Carrier") du thermocycleur. 2. Jeter les K-tubes usagés dans un sac en plastique, bien le fermer et l'éliminer immédiatement, de préférence en dehors du laboratoire. Changer de gants! 3. Fermer le thermocycleur et éteindre l'analyseur. 4. Nettoyer le portoir de K-tubes ("K-Carrier") avec de la solution DNA AWAY, de l'eau désionisée ou distillée, puis avec de l'éthanol à %, en utilisant respectivement une serviette neuve en papier non pelucheux. 5. Nettoyer les racks des portoirs pour K-tubes ("K-Carrier") ainsi que le support de ces portoirs avec de la solution DNA AWAY, de l'eau désionisée ou distillée, puis avec de l'éthanol à %, en utilisant respectivement une serviette neuve en papier non pelucheux. 6. Nettoyer le transporteur des portoirs pour K-tubes ("K-Carrier Transporter") avec de la solution DNA AWAY, de l'eau désionisée ou distillée, puis avec de l'éthanol à %, en utilisant respectivement une serviette neuve en papier non pelucheux. 7. Nettoyer toutes les surfaces accessibles du thermocycleur, y compris le couvercle (Figure 7), avec de l'eau désionisée ou distillée, puis avec de l'éthanol à %, en utilisant toujours des serviettes neuves en papier non pelucheux. Figure 7: Zone du thermocycleurs du COBAS TaqMan Nettoyer les surfaces du thermocycleurs avec de l'eau désionisée ou distillée, puis avec de l'éthanol à %, en utilisant respectivement une serviette neuve en papier non pelucheux. La face arrière de l'appareil, au niveau de laquelle est accessible le bouton d'alimentation en électricité ("POWER SUPPLY") devrait être laissée telle quelle. ATTENTION: Cette étape ne doit pas être effectuée quotidiennement, toutefois au moins une fois par semaine. 9. Nettoyer la surface de la paillasse autour de l'appareil COBAS TaqMan 48 avec de l'eau désionisée ou distillée, puis avec de l'éthanol à %, en utilisant respectivement une serviette neuve en papier non pelucheux. 10. Mettre l'analyseur en marche. 10

11 Pour de plus amples informations, notre Service Clients est à votre disposition au Roche Diagnostics (Suisse) SA Prof. Dr. Hans-Joachim Burkardt Scientific Marketing Management Molekulare Diagnostik Dr. Sonja Müller Produkt Management Roche Applied Science / Molekulare Diagnostik 11