DIRECTION DE L'ENVIRONNEMENT. Cytodétection des phycotoxines diarrhéiques

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1 DIRECTION DE L'ENVIRONNEMENT ET DE L'AMENAGEMENT LITTORAL Cytodétection des phycotoxines diarrhéiques Une alternative au test de toxicité aiguë sur souris pour la surveillance de la salubrité des coquillages par Zouher AMZIL. R.INT. DEL NANTES

2 FICHE DOCUMENTAIRE Type de rapport: R S T Numéro d'identification du rapport: R.INT.DEL/96.08/Nantes Diffusion: libre Œ1 restreinte LI interdite LI Validé par: Adresse électronique : - chemin UNIX: - adresse WWW : Titre et sous-titre du rapport : date de publication septembre 1996 nombre de pages 27 pages bibliographie Oui illustration(s) Oui 4 figures - 3 tableaux langue du rapport français Cytodétection des phycotoxines diarrhéiques Une alternative au test de toxicité aiguë sur souris pour la surveillance de la salubrité des coquillages Titre traduit: Cytodetection of diarrheic phycotoxins An alternative to the acute toxicity mou se-test for monitoring of shellfish health Auteur(s) principal(aux) : nom, prénom AMZIL Zouher Organisme / Direction / Service, laboratoire IFREMER - Centre de Nantes DELIPN Collaborateur(s) : nom, prénom Organisme / Direction / Service, laboratoire Organisme commanditaire : nom développé, sigle, adresse Titre du contrat: no de contrat Ifremer Organisme(s) réalisateur(s) : nomes) développées), sigle(s), adresse(s) Responsable scientifique: Cadre de la recherche : Programme: Convention: Projet: Autres (préciser) : Campagne océanographique: (nom de campagne, année, nom du navire) février /996 AEMER Copyright

3 FICHE DOCUMENTAIRE Résumé: Le test de cytodétection sur cellules KB des phycotoxines diarrhéiques (test DRAME) a été mis au point pour remplacer à terme le test de toxicité sur souris, actuellement pratiqué par le réseau de surveillance du phytoplancton et des phycotoxines (REPHY) de l'fremer. Il est basé sur les modifications de la morphologie de cellules qui sont induites par des phénomènes de phosphorylations des protéines du cytosquelette dus au blocage des protéines-phosphatases cellulaires par les toxines de type acide okadaïque. Cette méthode est spécifique, sensible et rapide puisque les résultats sont donnés dans la journée. Elle est également bien corrélée avec le test de toxicité aiguë sur souris et avec les dosages par Chromatographie Liquide Haute Performance (CLHP) des phycotoxines diarrhéiques. Elle a été récompensée par l'unique mention spéciale du jury du 6ème prix AMAL THEE de l'oeuvre Pour l'assistance aux Animaux de Laboratoiie (OPAL). L'étude proposée correspond donc à un essai de mise en place, dans des conditions réelles d'utilisation, de cette méthode de cytodétection de l'acide okadaïque dans les coquillages contaminés. Abstract: The cytodetection test of diarrheic phycotoxin KB-cells (DRAME test) was developed to ultimately provide a substitute for the acute toxicity mouse-test currently used by IFREMER's phytoplankton monitoring network (REPHY). The cyctodetection test relies on the cell morphological changes induced by the phosphorylation of cytoskeleton proteins resulting from the inhibition of cell protein-phosphatases by okadaic-type toxins. The method is specific, sensitive and fast with results given on the same day. In addition, the method has been shown to produce a good correlation with the acute toxicity mouse-test as weil as with HPLC analyses of diarrheic phycotoxins. The cytodetection test was awarded the only Special Prize of the Jury at the 6th AMAL THEE Awards organized by OPAL (Oeuvre pour l'assistance aux Animaux de Laboratoire - Fund for Assistance to Laboratory Animais). The proposed study concerns an experimental trial of this okadaic acid cyctodetection method in contaminated shellfish under real-scale conditions of application. Mots-clés: Acide okadaïque, inhibition des protéines phosphatases, cytodétection, cellules KB. Keywords: Okadaic acid, inhibition of protein-phosphatase, cytodeteciton KB-cells Commentaire: février 1996

4 Sommaire 1. Contexte de l'étude.... Il. Détection de l'acide okadaïque : méthodes proposées pour remplacer le test-souris III. Cytodétection des phycotoxines diarrhéiques sur cellules KB L'acide okadaïque : un inhibiteur des protéines phosphatases Cinétique de l'action de l'acide okadaïque sur les cellules KB Méthode développée...,..., Validation de la méthode Reproductibilité..., Sensibilité Corrélation entre CMA et la concentration en acide okadaïque Spécificité Conclusion IV. Etude pilote du test de cytodétection des toxines d h' larr elques V. Recommandations Références bibliographiques

5 5 1. Contexte de l'étude Un problème de santé publique... "Par arrêté préfectoral, le ramassage et la vente des moules sont interdits sur la côte entre... et..., du fait de la présence d'une algue toxique du genre Dinophysis." Nous avons tous entendu ou lu ces communiqués de presse qui fleurissent dès le printenlps. Mais que cache cette interdiction? Tout d'abord une microalgue qui prolifère le long des côtes dès que les conditions lui sont favorables et qui synthétise une toxine, principalement l'acide okadaïque. Ces algues microscopiques, et donc la toxine qu'elles contiennent, sont concentrées par les coquillages filtreurs chez qui elles ne semblent produire aucun effet. Les consommateurs des moules contaminées sont en revanche très sensibles à cette toxine qui provoque chez eux un syndrome gastro-intestinal se traduisant principalement par des diarrhées d'où le nom de toxines diarrhéiques (Yasumoto et al., 1978, 1980; Lassus et al., 1985, 1988; Sournia et al., 1991). De plus, depuis quelques années, de nombreux travaux menés sur les propriétés de l'acide okadaïque ont permis de montrer que cette substance serait un promoteur tumoral (Saganuma et al., 1988; Rogers et al., 1994). Dès lors, la surveillance des zones de productions des coquillages devient donc un problème de santé publique. En France, c'est l'ifremer qui, dès 1983 dans le cadre de ses missions, a mis en place un réseau de surveillance de phytoplancton et des phycotoxines (REPHY) pour déceler la présence de coquillages toxiques et proposer aux autorités départementales (Affaires Maritimes), la fermeture d'une zone de pêche en cas de risque pour les consommateurs.. Le test de détection utilisé dans le cadre de cette surveillance consiste en une injection par voie intrapéritonéale d'extraits de coquillages à des souris (Marcaillou-Le Saut et al., 1985). Si celles-ci meurent dans un délai inférieur ou égal à cinq heures, les coquillages sont considérés comme impropres à la consommation et interdits à la vente. Les tests de toxicité sont reconduits et la zone de production n'est réouverte qu'après deux résultats négatifs consécutifs. Cette technique d'évaluation de la toxicité aiguë sur souris est pratiquée dans différents pays et elle est de plus en plus Gritiquée pour son manque de spécificité et sa faible sensibilité (Takagi et al., 1984). De plus, cette méthode devrait être abandonnée à cause des nouvelles réglementations européennes régissant l'utilisation des animaux de laboratoire. C'est pourquoi des travaux sont menés pour la mise au point de méthodes alternatives afin de remplacer le test-souris. Nous avons donc entrepris la mise au point d'une nouvelle technique de détection des toxines diarrhéiques qui possède les critères de spécificité, de sensibilité, de rapidité et de moindre coût sans nécessiter l'usage d'animaux vivants. Cette méthode a été baptisée DRAME: Détection Rapide de l'acide okadaïque dans les Moules après Extraction. Elle a été récompensée par l'unique mention spéciale du jury du Sème prix AMAL THEE de l'oeuvre Pour l'assistance aux Animaux de Laboratoire (OPAL).

6 6 Cette technique est basée sur les modifications de la morphologie de cellules humaines KB (lignée cancéreuse du nasopharynx) mises en contact avec des toxines du type de l'acide okadaïque. Ces changements morphologiques sont induits par des phénomènes de phosphorylations des protéines du cytosquelette dus au blocage des protéines-phosphatases cellulaires par les toxines de type acide okadaïque. L'estimation de l'activité est réalisée en recherchant la concentration minimale d'extrait nécessaire pour induire des changements visibles en microscopie optique sur une culture de cellules KB. Cette méthode est spécifique des toxines de type acide okadaïque, sensible et rapide puisque les résultats sont donnés dans la journée. Elle est également bien corrélée avec le test de toxicité aiguë sur souris et avec les dosages des phycotoxines diarrhéiques par Chromatographie Liquide Haute Performance (CLHP) (Amzil et al., 1992; Amzil, 1993; Marcaillou-Le Baut et al., 1994; Pouchus et al., 1996). C'est pourquoi elle a été retenue par l'ifremer afin de la tester dans les laboratoires côtiers pour qu'elle puisse remplacer à court terme le test souris. L'étude proposée correspond donc à un essai de mise en place, dans des conditions réelles d'utilisation, de cette méthode de cytodétection de l'acide okadaïque dans les coquillages contaminés. Dans un premier temps, nous allons rappeler les méthodes existantes de détection de l'acide okadaïque ainsi que le test de cytodétection des phycotoxines diarrhéiques sur cellules KB que nous avons mis au point. II. Détection de l'acide okadaïque les méthodes proposées pour remplacer le test souris - L'analyse en Chromatographie Liquide Haute Performance (CLHP) avec détection en fluorimétrie après dérivation des toxines par un chromophore (ADAM) (Lee et al., 1987; Stabell et al., 1991; Croci et al., 1995) : cette méthode a l'avantage d'être spécifique, sensible mais présente de nombreux inconvénients: elle est longue et difficile à mettre en oeuvre, elle n'est pas utilisable partout en routine car elle nécessite un matériel coûteux et ne peut être réalisée que par des personnels spécialisés. Néanmoins, elle permet de quantifier précisément les teneurs en acide okadaïque et/ou en DTX-1. - les tests immunochimiques utilisant des anticorps monoclonaux : des trousses de dosage de l'acide okadaïque ont été proposées, ces méthodes donnent de bons résultats, mais doivent être validés. Cette technique présente deux inconvénients majeurs : i) un coût très élevé, surtout pour le traitement de nombreux échantillons dans le cadre d'un réseau de contrôle comme le REPHY ii) elle doit être utilisée dans un délai court (Levine et al., 1988; Usagawa et al., 1989; Shestowsky et al., 1992; Tubaro et al., 1992; Draisci et al., 1994; Frémy et al., 1994; Matsura et al., 1994). - la méthode biochimique basée sur l'inhibition des protéines phosphatases par l'acide okadaïque (Bialojan et Takai, 1988; Haystead et al., 1989; Cohen, 1991). Elle est spécifique de la détection de l'acide okadaïque. Néanmoins, cette méthode est onéreuse car elle nécessite l'emploi de protéines phosphatases pures qui coûtent très cher. De plus les résultats obtenus jusqu'à présent à partir d'échantillons naturels ne sont pas reproductibles (Takai et Mieskes, 1991; Holmes, 1991; Simon, 1994).

7 7 - les méthodes biologiques utilisant l'action de l'acide okadaïque sur les cellules: ces techniques basées sur l'action de l'acide okadaïque sur différentes lignées cellulaires sont intéressantes car relativement sensibles et spécifiques. Toutefois, soit le choix de la lignée cellulaire et la méthode de détermination rendent ces méthodes plus ou moins accessibles, et toutes ne sont pas utilisables en routine (Yanagi et al., 1989; Vandré et Wills, 1992; Blay et Poon, 1995), soit la méthode nécessite à chaque fois le sacrifice d'animaux pour établir la culture cellulaire comme c'est le cas pour les hépatocytes de rat fraîchement préparés (Aune, 1989; Aune et al., 1991; Rogers et al., 1994). III. Cytodétection des phycotoxines diarrhéiques sur cellules KB III. 1. L'acide okadaïque : un inhibiteur des protéines phosphatases L'acide okadaïque agit au niveau cellulaire en inhibant les protéines-phosphatases, enzymes provoquant la déphosphorylation des protéines phosphorylées par les protéineskinases. Il se produit donc une accumulation des protéines phosphorylées comme le montre le schéma ci-dessous. Protéines-kinases Protéines-phos phatases Fonctionnement normal du système PROTEINE-KINASES/PROTEINE-PHOSPHATASES Protéines-kinases ( Protéi~tases l' ACIDE OKADAIQUE ) Modifications en présence d'acide okadaïque Ces enzymes interviennent à de nombreux niveaux dans l'organisme d'où les différents effets recensés pour l'acide okadaïque. Un des plus spectaculaires est la rapide transformation de la morphologie des cellules à son contact due à son action sur la phosphorylation des protéines contrôlant cette morphologie.

8 8 Les photographies ci-dessous montrent les transformations obtenues avec les cellules de la lignée KB (cellules de type épithélial provenant d'un carcinome humain). cellules KB normales (x 250) cellules KB transformées par le contact avec l'acide okadaïque (x250) C'est ce phénomène que nous avons utilisé pour la mise au point d'un nouveau test spécifique de détection des phycotoxines diarrhéiques de type acide okadaïque (AO). Avant de voir comment l'on peut utiliser ce phénomène pour détecter l'ao, nous allons rappeler ce qu'est la lignée KB, comment elle se manipule et quels sont les effets sur elle de l'ao à des doses proches de la CI50 (Concentration inhibant de croissance cellulaire). Les cellules KB Ce sont des cellules d'un carcinome humain du rhinopharynx prélevées en 1954 sur une femme dont les initiales étaient K. B. (Eagle, 1955). la lignée cellulaire KB se développe in vitro en formant une monocouche cellulaire adhérente. Les cellules mortes se décollent et passent en suspension dans le milieu de culture. Elles peuvent alors être éliminées par remplacement de ce milieu. Entretien de la lignée KB ln vitro, la lignée KB se développe dans une solution nutritive BME (milieu de base "Eagle") contenant des sels minéraux, des acides aminés, des sucres et des vitamines. Ce milieu est complété par 10 % de sérum de veau foetal, 1 % d'une solution d'antibiotiques (pénicilline UI et streptomycine ~g/ml) et 1 % d'une solution de L-glutamine (200 mm). Comme les cellules KB se développent en couche monocellulaire adhérente, leur repiquage est réalisé après une trypsination qui permet de les décoller de la paroi du flacon et de les séparer les unes des autres. Ainsi elles sont mises en suspension et après comptage et répartition, elles peuvent de nouveau se fixer et se multiplier.

9 9 Réalisation de la trypsination Le flacon contenant la lignée cellulaire KB en monocouche adhérente est vidé de son milieu de culture éliminant ainsi le milieu usagé mais aussi les cellules mortes en suspension. 3 ml de trypsine sont ajoutés pour un flacon de 25 ml et laissés en contact des cellules pendant 1 min, puis jetés. La fine couche de trypsine restante est laissée en contact avec les cellules pendant environ 10 min, afin de décoller les cellules et de les séparer les unes des autres. S ml de milieu de culture BME sont ajoutés pour arrêter l'action de la trypsine par dilution. Les cellules en amas ou encore fixées à la paroi sont séparées par aspirations et rejets du milieu dans le flacon grâce à une pipette automatique. Ainsi une suspension cellulaire est obtenue. Après comptage, un repiquage est réalisé dans d'autres flacons avec des quantités connues de cellules. En entretien, cette même opération est effectuée lorsque la croissance cellulaire arrive en phase stationnaire. Numération des cellules Dans un tube à essai, on met quelques microlitres de suspension cellulaire (4 gouttes) et un même volume de bleu Trypan qui colore les cellules mortes en bleu. Un petit volume de ce mélange est déposé sur une cellule de Malassez puis un comptage est réalisé au microscope. III. 2. Cinétique de l'action de l'acide okadaïque sur les cellules KB Afin de visualiser l'action de l'ao sur les cellules KB en culture en fonction du temps d'incubation, nous avons réalisé une cinétique de croissance des cellules en présence de différentes concentrations d'ao. Une cinétique est réalisée après la détermination de la CISO d'un produit. Le but est d'établir des courbes de croissance des cellules en fonction du temps d'incubation et des concentrations d'ao. Méthodologie Le jour du test, quatre concentrations d'ao sont préparées qui doivent encadrer sa CISO (4 ng/ml) : 0, et 20 ng/ml. Six plaques microtests sont préparées et lues à des temps d'incubation différents: - une plaque Oh : témoin à t = 0 en absence d'ao. - une plaque Sh : lecture à S heures, permet de contrôler que les cellules sont en phase exponentielle de croissance. - une plaque pour chacun des témoins des temps de lecture (24, 48, 72 et 96 heures). La préparation des plaques suit la technique classique utilisée pour les cultures de cellules KB en vue de la détermination de la CISO'

10 10 Après incubation, la croissance cellulaire est évaluée par dosage colorimétrique. Il est basé sur l'activité des déshydrogénases mitochondriales des cellules vivantes qui réduisent en Formazan (cristaux violacés) le M.T.T. [bromure de 3-(4,5-diméthylthiazol-2-yl)- 2,5-diphényltétrazolium] (Mossman, 1983). Cette technique simple à mettre en oeuvre peut néanmoins donner des résultats entachés d'erreur si l'on est en présence d'une substance modifiant le métabolisme mitochondrial ou réduisant directement le M.T.T. Résultats La figure 1 regroupe les courbes de croissance des cellules KB en fonction du temps d'incubation et des concentrations d'acide okadaïque "",..,. "",.,,:: :;;::::::..::::::':'::::::::~'::,,"'::::::""~"""" ".. ""... ""."."."... "".".. ~.,,,,..? m..."..."...,,,,,..,,...,,::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::...:::::::::::::"""""" ""'''''.. "."... ::::::::::::::::: 100r ~----~----~ ~----~----~----~~ o temps d' incubation (H) --- témoin " ng/ml.. n.. 10 ng/ml ng/ml... 0,1 ng/ml Figure 1 : Cinétiques de croissance de cultures de cellules KB en présence de différentes concentrations d'acide okadaïque. Sur l'axe des abscisses, se trouve le temps d'incubation en heures. Les points de courbes se situent aux temps Oh, 4h30, 23h, 48h, 72h et 96h. Sur l'axe des ordonnées, se trouve l'absorption exprimée en échelle logarithmique qui est proportionnelle à la croissance cellulaire.

11 11 Discussion La courbe du témoin croit régulièrement en fonction du temps démontrant de ce fait que la culture est bien en phase exponentielle de croissance. L'activité cytotoxique nette (diminution du nombre de cellules vivantes) est parfaitement visualisée sur ces courbes. Elle apparaît d'autant plus tard que la concentration testée est faible. En fait, si la CI50 de l'acide okadaïque est très faible (3 ng/ml), prouvant la grande sensibilité de la méthode de détection, elle nécessite un temps très long (72 heures) pour sa détermination non compatible avec une utilisation en contrôle de routine. Par contre les changements morphologiques sont observables très rapidement (quelques heures) mais pour des concentrations plus forte en AD. Afin d'utiliser ce phénomène, nous avons développé une nouvelle technique de détection biologique de l'ad. III. 3. Méthode développée Principe Le point principal à développer était le mode de lecture des résultats. Comme il était nécessaire de posséder une valeur chiffrée pour estimer le taux de contamination des coquillages, et ne pouvant pas utiliser la méthode colorimétrique classique, nous avons développé une méthode originale dans le domaine des tests sur cultures cellulaires : la détermination de la Concentration Minimale Active (CMA) : concentration minimale qui induit un changement visible de la morphologie des cellules. Pour cela, nous avons utilisé un protocole semblable à celui des déterminations des CMI et CMB en bactériologie (concentrations minimales inhibitrices et bactéricides), en testant une gamme de concentrations en progression géométrique d'ordre 1/2. Nous avons ainsi mis en contact cette gamme de dilutions d'extraits avec des cellules. Après un temps d'incubation suffisant, nous avons recherché la première concentration (en partant de la plus faible) qui provoquait un changement d'aspect de la culture par rapport au témoin. Avant l'étude de validation de cette nouvelle méthode de détection biologique, nous allons développer en détail son protocole opératoire. Préparation des extraits La méthode débute par une extraction des hépatopancréas (50g) des moules par le mélange méthanol-eau 90 : 10 (3 x 50 ml) suivie d'un partage liquide-liquide avec de l'hexane (3 x 60 ml) afin d'éliminer tout les produits apolaires indésirables. La polarité de la phase méthanolique est augmentée par addition d'eau pour obtenir un mélange méthanoleau 70 : 30, puis elle est extraite par le dichlorométhane par une opération de partage (3 x 60 ml). La fraction chlorométhylénique évaporée à sec et pesée sert d'extrait pour la recherche des phycotoxines diarrhéiques (figure 2). Préparation des dilutions d'extrait Dans le but de déterminer la CMA d'un extrait sur les cultures cellulaires, nous avons testé une gamme de concentrations, suffisamment étendue (de 4 à 64 ~g/ml) permettant de détecter avec une bonne sécurité les extraits contaminés préparées par dilutions successives au 1/2 d'une solution mère.

12 12 Séparation des hépatopancréas HEPATOPANCREAS (50 g) CHAIR 1 Broyage 1 +MeOH/H /10 extractions répétées (3 x 50 ml) Résidu :lat 1 Filtration + HEXANE partage liquide/liquide (2 x 100 ml) Phase organique ~ aqueuse 1 + H 2 0 (50 ml) ~ 70/30 + CH 2 CI 2 partage liquide/liquide (3 x 75 ml) phase organique Phase aqueuse 1 évaporer à sec peser 1 Figure 2 : Méthode retenue pour la préparation des extraits de moules en vue de la recherche des toxines de type de l'acide okadaïque.

13 13 Lors de l'incorporation, 50!JI de chacune des solutions sont ajoutés aux 50!JI de suspensions cellulaires déjà contenues dans le puits. Ceci entraîne une dilution de moitié de la concentration dont il faut tenir compte pour la préparation de la gamme. Donc, afin de tester la gamme prédéfinie (4 à 64!Jg/ml), il convient donc de préparer des solutions deux fois plus concentrées allant de 8 à 128!Jg d'extrait par ml. Ceci est réalisé à partir d'une solution mère de l'extrait dans du milieu physiologique stérile, par dilutions successives avec ce même solvant. Préparation des plaques de test Les tests sont réalisés dans des plaques microtests à 96 puits (12 colonnes et 8 rangées). Comme l'incorporation des extraits à tester doit être effectuée sur des cellules en phase exponentielle de croissance, il est donc indispensable de préparer par la technique de trypsination une suspension cellulaire de cellules par ml la veille du test. 50 J.!I de cette suspension cellulaire sont mis dans chaque puits et 100!JI dans les puits témoins. Les plaques sont mises dans un incubateur à C02 (air-gaz carbonique: 95-5 %) à 37 C jusqu'au moment du test, moment de l'incorporation des extraits d'hépatopancréas de moules à tester. Ainsi, les cellules seront en phase exponentielle de croissance 24 heures plus tard, pour la réalisation du test proprement dit. Incorporation des extraits L'incorporation des extraits à tester est réalisée dans la plaque microtest contenant les cellules KB préparées la veille. 50!JI de chacune des dilutions préparées sont ajoutés au puits correspondant (1 colonne = 1 extrait, 1 ligne = 1 concentration), chaque extrait est testé en double. Les plaques sont ensuite mises dans un incubateur à C02 à 37 C. Lecture des plaques: détermination de la C.M.A. La détermination de la C.M.A. se fait par lecture directe de la morphologie des cellules en culture au microscope sans coloration préalable ce qui permet un gain de temps appréciable. En effet, il existe une grande différence morphologique entre les cellules témoins et les cellules traitées avec un extrait toxique. Dans l'état normal, les cellules KB présentent un aspect épithélial avec des espaces intercellulaires. Les cellules, ayant subi l'action toxique de l'acide okadaïque, s'arrondissent. Ces deux types d'aspects cellulaires peuvent se retrouver ensemble dans une culture si la dose de toxine n'est pas assez forte pour transformer toutes les cellules. La détermination de la CMA se fait selon le protocole décrit par la figure 3 : nous recherchons, en commençant par les concentrations les plus faibles, la première cupule dont l'aspect diffère nettement de celui de la culture témoin par la présence de cellules rondes nombreuses (au moins 30 %). Il faut noter que cette méthode peut paraître aléatoire dans sa lecture et demander des personnes très exercées à l'observation des cultures cellulaires. Or, il n'en est rien: en effet, nous avons, à diverses reprises, fait lire les résultats du test, sans concertation, à différents membres du laboratoire habitués ou non à ce type d'examens microscopiques. A chaque fois, les résultats se sont avérés identiques pour tous les extraits pour toutes ces personnes.

14 14 Calcul de la CMA La CMA lue est exprimée en poids d'extrait par ml de culture. Or suivant la façon de préparer les extraits, la richesse plus ou moins importante en sels minéraux ou en corps liposolubles dans les hépatopancréas des moules, les rendements d'extraction peuvent varier dans des proportions significatives. C'est pourquoi, afin de rendre les résultats comparables en éliminant les facteurs de variation nous rapportons la C.M.A. en poids d'hépatopancréas (HP) par ml de culture selon le calcul suivant. CMAHP (en mg HP/ml) = CMAlue (ljg/ml). poidshp (g) / poidsextr (mg) TEMOIN! EXTRAIT! concentrations erg/ml) ~ CMA 8 4 w c:: :J 1- U W...J Figure 3 : Schéma de principe de la détermination de la CMA rechercher le premier puits (en partant des faibles concentrations) qui contient à la fois des cellules normales et des cellules transformées en nombre suffisant pour donner un aspect différent de celui de la culture témoin.

15 15 Détermination du temps d'incubation optimal Pour déterminer la durée optimale d'incubation, c'est à dire le temps au bout duquel nous pouvons faire une évaluation de la CMA avec une stabilité de la mesure, nous avons réalisé une étude sur 16 échantillons d'extraits de moules toxiques ou non, testés quatre fois chacun dans la gamme de concentration définie. La lecture de la CMA a été effectuée ensuite 2, 3, 4, 5, 6, 7 et 8 heures après l'incorporation des extraits. La variation entre deux lectures consécutives a été étudiée pour chaque extrait: pour tous les échantillons, les CMA évoluent au cours du temps mais un plateau entre la troisième et la quatrième heure indique une stabilité temporaire de l'aspect des cellules. Cette période de stabilité permet une lecture des plaques dans de bonnes conditions. La durée optimale d'incubation retenue pour la détermination de la CMA est donc comprise entre 3 et 4 heures. III. 4. Validation de la méthode III Reproductibilité Une étude de la reproductibilité de l'évaluation de la CMA a été menée sur 21 échantillons d'extraits de moules toxiques ou non. La CMA a été mesurée pour chacun de ces échantillons quatre fois à des jours différents. Les résultats de ces mesures sont donnés dans le tableau 1. Mèslltèsdês.CMA Ndmbfèdè. rilesures.«<f91ml)... J.J... iq~l1tiqljès Extràits " 1~re 2èm~3ê.l'J'lê 4èl'l'lë 0/ Il III IV V VI VII VIII IX X XI XII XIII XIV XV >64 >64 >64 > XVI >64 >64 >64 > XVII >64 >64 >64 > XVIII >64 >64 >64 > XIX XX >64 >64 >64 > XXI >64 >64 >64 > Tableau 1 : étude de reproductibilité de la CMA 15 échantillons sur 21 (71,5 %) donnent des résultats identiques les quatre fois. 4 sur 21 (19 0/0) donnent 3 CMA identiques et la quatrième ne diffère seulement que d'une dilution (facteur 2). Pour un seul échantillon, les lectures sont réparties par moitié sur deux valeurs consécutives.

16 16 Cette méthode est donc très reproductible puisque dans plus de 90 % des cas (71,5 + 19), sur quatre déterminations différentes, au moins trois sont identiques, la quatrième ne variant éventuellement que d'une dilution, ce qui est très satisfaisant pour une méthode biologique Sensibilité La limite de détection de la méthode a été déterminée avec un standard d'acide okadaïque fourni par Diagnostic Chemicals Limited (Charlottetown, P.E.L, Canada C1 E 180). La gamme de concentrations testée allait de 1 à 0,0008!J9 AO/ml par dilution au 1/2. L'expérience a été répétée 4 fois à des jours différents en donnant à chaque fois une valeur de CMA de 0,125!Jg AO/ml de milieu de culture. Comme le volume total de la culture cellulaire dans le puits est de 100!JI, la quantité minimale détectab~e d'acide okadaïque correspondante est donc de 0,0125!JQ soit 0,05 Unité-Souris (au sens de l'us définie par Yasumoto en 1978 : 1 US = 4!Jg d'ac). Ce test est donc beaucoup plus sensible que le test-souris Corrélation entre la CMA et la concentration en acide okadaïque Une étude de corrélation a été réalisée entre les CMA et les concentrations d'acide okadaïque, dans les hépatopancréas, déterminées par analyse physico-chimique : CLHP/ spectrofluorimétrie après dérivation avec l'adam, sur 11 extraits d'hépatopancréas de moules dont 9 sont toxiques..<pmt\le?sy g«.' 'mg?<>ggm.ç>:lgfflt:» " P9t;Xtlmt extraitp(ji(l$h~)rôid$exm t\qp~rçj...hr 1 Il III IV V VI VII VIII IX X XI , , ,6 10,7 16 5, ,8 ND ND 2,6 2,6 3,3 3,4 3,4 7,1 7,1 7,4 16 NT NT HP = Hépatopancréas, EXT = extrait, AO = acide okadaïque ND = non détectable, NT = non toxique à la dose maximale testée qm~hff mg HPlfrjF 25,4 18, ,8 11,7 8,5 5,9 5,1 4,5 Tableau 2 : étude comparative des concentrations en acide okada"ique déterminées par CLHP et les CMA des extraits d'hépatopancréas de moules correspondants Le tableau 2 donne pour les 11 extraits préparés pour cette étude, les poids d'hépatopancréas prélevés, les poids des extraits obtenus, les concentrations en acide okadaïque dans les hépatopancréas déterminées par dosage CLHP et enfin les CMA exprimées en poids d'extraits (valeur lue) ou d'hépatopancréas (valeur calculée) par unité de volume de culture.

17 17 9 des 11 extraits correspondaient à des moules toxiques fournies par le réseau de surveillance d'ifremer, les 2 autres ont été préparés à partir d'échantillons du commerce donc théoriquement non toxiques puisqu'autorisés à la vente. Ces résultats ont été confirmés par les mesures effectuées : il a été possible de déterminer une CMA et d'effectuer un dosage sur les 9 échantillons toxiques. Par contre, pour les 2 autres, aucun pic pouvant correspondre à de l'acide okadaïque n'a été détecté par CLHP et aucune CMA n'a pu être déterminée dans la gamme de concentrations testées. Entre les CMA et les concentrations en AD des 9 échantillons toxiques (exprimés en logarithmes), il existe une relation linéaire avec un coefficient de corrélation r = 0,90. Il faut donc remarquer que malgré l'imprécision apparente de la méthode (facteur 2 déjà défini), la corrélation avec la concentration en AD est très bonne. De plus, cette corrélation peut être encore améliorée en prenant en compte les extraits non toxiques. Pour cela, nous attribuons arbitrairement des valeurs pour les CMA et le dosage CLHP correspondant à : 0,2 ng pour la CLHP (limite de détection divisée par 2) et 128 ~g/ml pour la CMA (2 fois la valeur maximale testée). Dans ce cas, le coefficient de corrélation entre les logarithmes des CMAHP et des CCLHP passe à tir = 0,98", ce qui prouve l'intérêt de cette méthode pour la détection des phycotoxines diarrhéiques de type AC Spécificité Afin de mettre en évidence la spécificité du test basé sur l'observation des changements morphologiques de cellules pour la détection des toxines de type acide okadaïque, nous avons testé une gamme de phycotoxines marines (pures ou contenues dans des extraits de coquillages contaminés) conduisent tous à une positivité du test de toxicité aiguë sur souris ainsi que d'autres toxines ayant des mécanismes d'action voisins de celui de l'acide okadaïque. La concentration maximale testée pour chaque échantillon était de 1 ~g/ml. Pour chaque substance active, nous avons déterminé sa CMA, les résultats obtenus sont regroupés dans le tableau 3. Acide okadaïque DTX1 DTX2 Extraits moules DSP Calyculine A Microcystine-LR Acide domoïque Extraits moules PSP <myp~p~ lqxi(jlté DSP DSP DSP DSP hépatotoxique ASP PSP mecahisme d'actioh IPP lipo. IPP lipo. IPP lipo. IPP lipo. IPP lipo. IPP hydro Extraits moules toxiques? IPP : inhibiteur de protéines phosphatase; lipo = lipophile hydro = hydrophile; + : CMA déterminable CMA og/11' inactif inactif inactif inactif Tableau 3 : détermination de la CMA de différentes toxines marines et d'extraits de coquillages contaminés

18 18 La première constatation s'imposant à la vue de ces résultats est que le test de cytodétection sur cellules KB est moins "généraliste" que le test souris. En effet, seul un nombre restreint des toxines testées conduit à une positivité du résultat. Le point commun des toxines "DRAME-positives" est qu'elles sont toutes des inhibiteurs des protéines phosphatases. Un résultat positif à ce test est basé sur l'observation de la modification de la morphologie des cellules qui s'arrondissent sous l'effet des toxines. De tels changements morphologiques sont bien connus et ont été observés sur de nombreuses lignées cellulaires. Ainsi, l'acide okadaïque produit une altération dans l'organisation du cytosquelette, associée à l'arrêt mitotique, caractérisée par une condensation et un éparpillement des chromosomes (formation du fuseau) (Gavin et al.,1991; Zheng et al., 1991; Ishida et al., 1992; Vandré etwills, 1992). Ainsi, l'effet de l'ao à des faibles concentrations (2-40 nm) sur la lignée LLC-PK provoque un blocage principalement en phase G2/M (étape métaphase de la mitose) au bout de 6 à 8 heures de contact. Cependant, les cellules continuent à entrer dans le cycle pendant au moins 24 heures, ce qui montre qu'à ces concentrations, l'ao n'est pas cytotoxique mais plutôt cytostatique réversible. Ce blocage de la mitose provoqué par l'ao est probablement dû à j'inhibition des protéines phosphatases 2A qui sont impliquées dans la transition métaphase/anaphase. A plus fortes concentrations (0,5-1 J..IM), ce blocage apparaît entre 30 et 60 min après mise en contact, alois qu'entre 90 et 120 min les cellules deviennent rondes et se détachent de la monocouche cellulaire, ce phénomène étant irréversible. Sur les lignées humaines HL-60 et U937 (leucémies myéloïdes), 2 à 8 nm d'ao pendant heures provoque un arrêt en G2/M (début de la mitose). La viabilité des cellules diminue rapidement après 48 heures de traitement avec un changement de la morphologie des cellules (Ishida et al., 1992). Les cinq toxines testées qui donnent un résultat positif, l'ao et ses dérivés et la calyculine A, ont toutes en commun d'être des inhibiteurs des protéines phosphatases de polarités moyennes. Il existe en fait un lien direct entre cette activité inhibitrice et les changements morphologiques des cellulés. En effet, du fait de l'inhibition de ces enzymes, les protéines du cytosquelette qui sont naturellement phosphorylées par les protéines kinases, ne peuvent plus être déphosphorylées et donc s'accumulent dans cette forme provoquant des modifications de la conformation cellulaire. Ainsi, Kasahara et al. (1993) ont montré que les changements morphologiques de kératinocytes induits par l'acide okadaïque provenaient de l'hyperphosphorylation des filaments de kératine, et à la réorganisation du réseau de filaments entraînant un arrondissement des cellules. L'altération par l'ao de la cytokératine du cytosquelette d'hépatocytes de rat a également été soulignée par Blankson et al. (1995). Arias et al. (1993) ont de la même façon montré sur des neurones que la phosphorylation des protéines associées aux microtubules affectait la structure du cytosquelette. Kawakami et al. (1994) ont pu mettre en évidence que les changements morphologiques induits par l'ao sur des plaquettes sanguines provenaient de la phosphorylation des chaînes 20 kda de myosine. Enfin, Diogène et al. (1995) ont attribué l'arrondissement des fibroblastes provoqué par l'ao, à la réduction en nombre et en taille des filaments de F-actine cytoplasmique et au raccourcissement des fibres périphériques. La différence importante de CMA constatée entre l'ao et la calyculine A, est équivalente à celle décrite par Sakurada et al. (1992) lors de leur étude comparative menée sur différentes lignées cellulaires humaines. De plus, lors d'une étude directe des activités

19 19 de ces toxines sur les protéines phosphatases, Suganuma et al. (1992) ont montré une forte différence d'activité entre la calyculine A et l'ao sur la PP1 (CISO respectives 3,4 et 0,3 nm). Par contre ces deux toxines possédaient des activités voisines vis-à-vis de la PP2A (CISO : 0,13 et 0,07 nm). Honkanen et al. (1994) ont donné des valeurs légèrement différentes pour ces CISO. Néanmoins les ordres de grandeur restent semblables. Le fait que dans le cas du test étudié, le rapport des CMA de ces toxines soit plus proche de celui de leurs Ci so sur la PP1 que celui sur la PP2A, peut faire penser que c'est cette première enzyme qui est principalement impliquée dans le processus de modification morphologique dans le cas des cellules KB. Il est également intéressant de constater que si les activités sur ce test de l'ao et de la DTX2 sont voisines, la DTX 1 est par contre plus active et sa limite de détection est plus basse que pour les deux autres toxines. La microcystine-lr, bien qu'inhibiteur de ces mêmes protéines phosphatases ne donne pas une réponse positive contrairement à ce que l'on aurait pu attendre. En fait, celleci, contrairement à l'ao et à la calyculine A, est de nature peptidique et donc hydrophile, et il sembie que seuls les hépatocytes possèdent les récepteurs nécessaires à sa pénétration rapide. C'est ce qui expliquerait d'ailleurs pourquoi cette toxine est purement hépatotoxique (Honkanen et al., 1990; Carmichael et al., 1992). D!ailleurs Boee et al. (1991) ont montré sur différentes lignées cellulaires le même effet de modification de la morphologie sous l'action de l'acide okadaïque et de la calyculine A, par contre, il n'a décrit ce phénomène pour la microcystine que sur les hépatocytes fraîchement préparés. Ce phénomène d'inactivité apparente de la microcystine ayant été également constaté par Henning et al. (1992). De la même façon, le pouvoir de différenciation des inhibiteurs des protéines phosphatases a été montré sur des cellules tumorales, à condition toutefois que ceux-ci pénètrent dans la cellule (Kiguschi et al. 992). L'inactivité relative de la microcystine-lr serait donc due à un défaut de pénétration dans les cellules KB. En fait Khan et ses collaborateurs (199S) ont montré que pour obtenir un effet de la microcystine-lr sur des fibroblastes ou sur des cellules rénales, il fallait utiliser des doses 10 fois supérieures à celles nécessaires pour la transformation des hépatocytes par cette toxine, et laisser incuber l'ensemble jusqu'à 24 heures alors que sur les cellules hépatiques 1/2 heure est suffisante pour obtenir le même effet. Ceci confirmerait que l'apparente inactivité de la microcystine-lr proviendrait d'un défaut de pénétration dans les cellules Lon hépatiques. Ceci a été également confirmé par Matsushima et ses collaborateurs (1990) : la microinjection de la microcystine dans les fibroblastes humains induit des changements morphologiques qui ne sont pas obtenus par un simple contact. Les changements morphologiques étant engendrés par l'inhibition des protéines phosphatases, il était logique que les autres toxines testées qui ne possèdent pas ce type d'activité, donnent un résultat négatif à ce test. C'est le cas de l'acide domoïque et de l'extrait de moules contaminées par des toxines paralysantes (PSP) qui contenaientt principalement des gonyautoxines (GTX2 et GTX3). L'ensemble de ces données permet donc de penser que le test DRAME est spécifique, non pas de l'acide okadaïque, mais des inhibiteurs des protéines phosphatases de type acide okadaïque.

20 Conclusion La cytotoxicité à court terme d'extraits de moules toxiques sur cultures cellulaires KB est une méthode particulièrement bien adaptée pour la détection de contaminations par l'acide okadaïque. Elle possède une bonne sensibilité vis-à-vis de cette toxine puisque la limite de détection mesurée est de 0,0125 IJg d'ad, ce qui correspond à 0,05 Unité Souris (US). L'avantage de cette technique est qu'elle peut-être entièrement réalisée dans la journée. En effet, les extraits sont préparés le matin, incorporés en fin de matinée et la lecture des résultats se fait dans l'après midi (figure 4). La lignée cellulaire KB utilisée présente plusieurs avantages : elle est de culture relativement aisée, elle est très stable dans le temps (Shoemaker, 1983). Elle permet également une lecture directe au microscope sans coloration au préalable du fait des différences morphologiques importantes entre les cellules saines et celles transformées par l'effet toxique. Enfin, ce test s'applique à la détection de contaminations de coquillages par des algues produisant l'acide okadaïque et ses dérivés. Il permettra d'éliminer de nombreux "faux-positifs", du fait de sa grande spécificité vis-à-vis des inhibiteurs des protéines phosphatases du type AD. C'est pourquoi cette technique a été retenue par l'ifremer afin de la tester dans les laboratoires côtiers pour qu'elle puisse remplacer à court terme le test souris utilisé dans le cadre du REPHY. L'étude proposée correspond donc à un essai de mise en place, dans des conditions réelles d'utilisation, de cette méthode de cytodétection de l'acide okadaïque dans les coquillages contaminés.

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